1925

Направленный синтез каротиноидов у дрожжей и перспектива их использования,

Диссертация

Биология и генетика

Каротиноидные пигменты - биологические функции и перспектива использования. Биостимуляторы, индукторы и координационные соединения металлов. Скрининг дрожжей, обладающих повышенной способностью к биосинтезу каротоноидных пигментов.

Русский

2013-01-06

1.5 MB

102 чел.

АКАДЕМИЯ НАУК МОЛДОВЫ 
ИНСТИТУТ МИКРОБИОЛОГИИ 
 
На правах рукописи  
УДК 579.695+579.66’112.3+663.14 
 
 
 
 
КИРИЦА ЕЛЕНА 
НАПРАВЛЕННЫЙ СИНТЕЗ КАРОТИНОИДОВ У  
ДРОЖЖЕЙ И ПЕРСПЕКТИВА ИХ ИСПОЛЬЗОВАНИЯ 
 
03.00.23 -  БИОТЕХНОЛОГИЯ 
 
 

Диссертация на соискание  
ученой степени доктора биологии 
 
 
 
                                                                       Научный руководитель: 
                                                    Усатый А. С., 
 Доктор  хабилитат биологии, 
                                                                 конф. исследователь 
 
                                           Автор: 
                                                         Кирица Елена 
 
Кишинев  
2005 


 
СОДЕРЖАНИЕ 
 
     ВВЕДЕНИЕ …………………………………………………………………………….….4 
 
     1.  КАРОТИНОИДНЫЕ ПИГМЕНТЫ – БИОЛОГИЧЕСКИЕ ФУНКЦИИ 
                             И ПЕРСПЕКТИВА ИСПОЛЬЗОВАНИЯ…………………………...…8 
1.1. Микроорганизмы – потенциальные источники каротиноидных  пигментов….….…..8 
1.2.  Химическое строение и биосинтез каротиноидных пигментов …………………..…11 
1.3.  Биологические функции и область применения каротиноидов…………………..….18 
     
     ГЛАВА 2. МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ ……………….……………….……….……..25 
2.1. Предмет  исследований ……………………………………………………………....…25 
2.2. Питательные среды  для культивирования каротинсинтезирующих дрожжей.…..…25 
2.3. Биостимуляторы,  индукторы и координационные соединения металлов ……..……26 
2.4. Аппаратура и оборудование……………………………………………………….….…26 
2.5. Реактивы……………………………………………………………………………..……26 
2.6. Методы исследований……………………………………………………..………..….…27 
 
     ГЛАВА  3. СКРИНИНГ ДРОЖЖЕЙ, ОБЛАДАЮЩИХ ПОВЫШЕННОЙ  
                       СПОСОБНОСТЬЮ К БИОСИНТЕЗУ КАРОТИНОИДНЫХ 
                        ПИГМЕНТОВ .…………………………………………………………….…30 
 
3.1. Продуктивность и содержание общего количества каротиноидов в биомассе  
       дрожжей  рода Rhodotorula………………………………………………….…..…....….31 
3.2. Качественный состав каротиноидных пигментов дрожжей  
       рода Rhodotorula………………………………………………………………..……..….34 
  
       ГЛАВА  4. ВЛИЯНИЕ  НЕТРАДИЦИОННЫХ ИСТОЧНИКОВ  
                  ПИТАНИЯ,  ПРЕДШЕСТВЕННИКОВ,  ИНДУКТОРОВ  И        
                  МЕТАЛЛОКОМПЛЕКСОВ  НА ПРОДУКТИВНОСТЬ И    
                  БИОСИНТЕЗ  КАРОТИНОИДОВ У  ДРОЖЖЕЙ ………………….….….40 

4.1. Влияние нетрадиционных источников питания на продуктивность 
       и биосинтез каротиноидов дрожжами  Rhodotorula gracilis CNMN – YS-03….……..42 
 


 
 
4.2. Влияние предшественников на продуктивность и  биосинтез каротиноидов 
       дрожжами  Rhodotorula gracilis CNMN – YS-03………………………………………..46 
4.3. Влияние индукторов на  продуктивность  и   биосинтез каротиноидов 
       дрожжами   Rhodotorula gracilis CNMN-YS-03…………………………………...….…51 
4.4. Влияние координационных соединений Fe (II) на биосинтез каротиноидов 
       дрожжами рода Rhodotorula……………………………………………………….…….57 
4.5. Способы направленного синтеза каротиноидов у дрожжей………………….…...…..64 
 
    ГЛАВА 5. СПОСОБ ПОЛУЧЕНИЯ ДРОЖЖЕВОЙ БИОМАССЫ С   
             ПОВЫШЕННЫМ СОДЕРЖАНИЕМ ЦИНКА………………………………....77 

5.1. Продуктивность и биосинтез каротиноидных пигментов дрожжами, 
       культивируемыми  в присутствии различных соединений цинка………………….…78 
5.2.Оптимизация  среды  и разработка способа получения цинксодержащей биомассы..85 
 
 
    ГЛАВА 6.  БИОТЕХНОЛОГИИ ПОЛУЧЕНИЯ НОВЫХ ПРЕПАРАТОВ НА 
ОСНОВЕ КАРОТИНСИНТЕЗИРУЮЩИХ ДРОЖЕЙ  РОДА RHODOTORULA….93 
 
6.1. Технология получения препарата из пигментных дрожжей для   
      стимулирования жизнеспособности икры и личинок рыб……………...………..….…93 
6.2. Технология получения цинксодержащей биомассы пигментных  
        дрожжей, предназначенной для стартовых кормов личинок рыб………………..…101 
 
ЗАКЛЮЧЕНИЕ …………………………………………………………………….….…..106 
ВЫВОДЫ…………………………………………………………………………….….…..110 
БИБЛИОГРАФИЯ……………………………………………………………………....…112 
РЕЗЮМЕ……………………………………………………………………………….……127 
 
 
 
 
 


 
ВВЕДЕНИЕ 
Актуальность темы 
Поиск  биологически активных соединений, синтезируемых  микроорганизмами в 
настоящее  время  остается  весьма  актуальной  задачей  современной  биотехнологии.  Это 
обусловлено  возможностью  получения  путем  микробного  синтеза  различных  продуктов, 
богатых  витаминами,  липидами,  белками,  микроэлементами  и  другими  биологически 
активными  веществами  (ФЕОФИЛОВА, 1994; CANIZARES-VILLANUEVA, 1998; 
 
ЛЕЩИНСКАЯ, 2000). 
 Из  продуктов  микробного  синтеза  особый  интерес  представляют – каротиноиды, 
являющиеся  наиболее  многочисленной  и  распространенной  группой  природных 
пигментов (BRAMLEY et. al., 1992; YOUNG et. al., 2001). С каждым годом потребность в 
каротиноидах  возрастает,  что  требует  расширения  потенциальных  источников  их 
получения. В настоящее время каротиноиды можно получить  путем химического синтеза, 
микробиологическим способом или выделением из растительного сырья (SANDU, GOSHI, 
1997; RUDIC, BULIMAGA, 2003). 
В связи с тем, что дрожжи способны синтезировать широкий спектр каротиноидов, 
а  также  обладают  способностью  в  процессе  ферментации  накапливать  достаточное 
количество биомассы и расти на относительно дешевых средах, эта группа эукариотных 
микроорганизмов  может  занять  прочные  позиции  в  современной  биотехнологии,  в  том 
числе  и  в  области  микробиологического  синтеза  каротиноидов (BEN-AMOTZ, 1999; 
SANDMAN, 2001). Это,  в  свою  очередь,  способствует  более  интенсивному  изучению 
направленного синтеза каротиноидных пигментов.  
Каротиноидные  пигменты,  находящиеся  в  микробной  клетке,  обладают  высокой 
биологической  активностью.  Около 10% каротиноидов  (альфа-,  бета-,  гамма-  и 
дельтакаротин)  являются  предшественниками  витамина  А  (ретинола).  Помимо 
провитаминного действия, каротиноиды нашли применение для профилактики и лечения 
многих  заболеваний:  каротин  обладает  радиопротекторными  свойствами,  усиливает 
лечебное  действие  некоторых  противоопухолевых  препаратов  (ХИГГИНС, 1988; 
 
BABIEVA, 1991; БУКИН, 1997; BLACK, 1998). Во  многих  странах  каротиноидные 
пигменты  используются  в  качестве  пищевой  добавки  к  хлебу,  маслу,  к  маргарину  и 
многим другим пищевым продуктам (www.uralbiopharm.ru).  Используются каротиноиды 
и  для  изготовления  косметических  средств,  а  также  в  качестве  добавки  в  корм  для  рыб. 
(CADAR, 1990; YAMADA et. al., 1990; www.uniagro.ru; www.vitamarket.ru;). 
Развитие  современных  биотехнологий  по  получению  новых  форм  каротиноидных 
препаратов  высокого  качества  и  их  применение  в  качестве  физиологически  активных 
 


 
веществ  могут  способствовать  решению  многих    задач    по  повышению  продуктивности 
сельскохозяйственных животных, птиц, рыбного хозяйства в Молдове.  Их адекватность 
уже  была  доказана  в  различных  странах,  таких  как  Румыния,  Россия,  Украина,  Япония 
(www. Vitamarket.com.ua. 
; ФЕОФИЛОВА, 2001). 
Очевидна  целесообразность  поиска  высокопродуктивных    штаммов,  разработки 
высокопродуктивной  биотехнологии  по  культивированию  пигментных  дрожжей, 
оптимизации питательных сред и способов получения каротиноидов, а также расширение 
списка экологически чистых  препаратов для нужд республики. 
Цель  исследований:  изучить  особенности  каротиногенеза  у  дрожжей  под 
влиянием различных факторов, разработать способы направленного синтеза каротиноидов 
и биотехнологии получения новых препаратов на базе дрожжевых каротиноидов. 
 
 Задачи: 
  Изучить  комплекс  каротиноидных  пигментов  у  дрожжей  и  отобрать  штаммы, 
обладающие повышенной способностью к каротинообразованию. 
   Исследовать  особенности  процесса  биосинтеза  каротиноидов    дрожжами  под 
влиянием    нетрадиционных    источников  питания,  предшественников, 
индукторов и координационных соединений некоторых переходных металлов. 
   Разработать способы направленного синтеза каротиноидов у дрожжей. 
  Разработать  способ  получения  биомассы  дрожжей  с    прогнозируемым  
содержанием   цинка. 
   Разработать 
биотехнологии  получения  новых  препаратов  на  базе 
каротинсинтезирующих  дрожжей рода Rhodotorula. 
 
 Научная новизна 
 Получены  новые  данные  о  качественном  и  количественном  составе  каротиноидов 
дрожжей  рода Rhodotorula. Отобраны  штаммы,  представляющие  интерес  как 
потенциальные источники каротиноидов.  
 Выявлены  особенности  синтеза  каротиноидных  пигментов  дрожжами  рода 
Rhodotorula,  культивируемых  на  питательных  средах  с  нетрадиционными  источниками 
питания:  экстрактом  виноградного,  яблочного  и  томатного  шротов,  предшественниками 
(подсолнечное,  оливковое,  кукурузное,  соевое  масла  и  ретинол),  индукторами  (ацетат 
натрия, ацетат цинка и лимонная кислота) и координационными соединениями некоторых 
переходных металлов ([Fe2NiO(CCl3COO)6(CH3OH)3] и [Fe Mn(CCl COO) (CH OH) ]).  
2
3
6
3
3
 


 
Впервые  установлена  эффективность  использования  координационных  соединений 
Fe (II), в качестве биорегуляторов процесса каротиногенеза (Brevet de invenţie MD 2282).  
Используя  методы  математического  планирования  экспериментов,  разработаны  и 
оптимизированы  составы  питательных  сред  для  культивирования  дрожжей,  в 
соответствии  с    конечной  целью - увеличение  общего  содержания  каротиноидов  или 
получение  его  отдельных  компонентов.  Разработан  способ  получения  биомассы  с 
прогнозируемым содержанием цинка.  
На базе пигментных дрожжей разработаны технологии получения новых препаратов 
для  стимуляции  жизнестойкости  икры  рыб  и  для  использования  в  составе  стартового 
корма для личинок рыб (Brevet de invenţie MD 2593, 2004.11.30; Hotărâre pozitivă nr. 4587 
din 19.10.2005).  
 
Теоретическая и практическая значимость работы 
Проведенные  исследования  открывают  новые  пути  применения  результатов  в 
решении  проблемы,  связанной  с  регуляцией  биосинтетических  процессов  при 
культивировании пигментных дрожжей рода  Rhodotorula и повышения  количественного 
содержания  каротиноидных пигментов. 
На  основе  экспериментальных  результатов  предлагаются  варианты  питательных 
сред,  способствующих  эффективному  биосинтезу  каротиноидов.  Предлагается 
использование [Fe2NiO(CCl3COO)6(CH3OH)3]  в  качестве  биостимулятора  процесса 
каротинообразования  у  дрожжей.  Предлагается  новый  способ  получения  биомассы 
дрожжей с прогнозируемым содержанием цинка. 
Технологии  получения  биопрепаратов  на  основе  дрожжей  рода Rhodotorula 
открывают  новые  перспективы  их  использования  в  аквакультуре,  в  особенности  для 
стимуляции икры и использования в составе стартового корма для личинок рыб.  
 
 Апробация результатов 
Основные  результаты  были  сообщены  на  различных  встречах,  конференциях  и 
симпозиумах. 
The Second International Conference on ecological Chemistry (October, 11-1,2002, 
Chişinău, Republic of Moldova); 5th International Symposium on “Metal Elements in 
Environment, Medicine and Biology”, Timişoara,  România, 
November 
4-6, 
2002;  
Simpozionul al II-lea Naţional cu participare internaţională «Inginerie genetică  şi botehnologii 
moderne», 24-25 octombrie 2002, Chişinău; Salonul internaţional «Ecoinvent - 2003» 
“Tehnologii, Instalaţii  şi Aparate utilizate în protecţia mediului”, 19-22 iunie 2003, Iaşi, 
 


 
România, Catalog (medalia de bronz); Expoziţia Naţională Specializată “Infoinvent 2003”, 
octombrie, Chişinău 2003, (medalia de bronz);  Conferinţa  ştiinţifică “Bazele conceptuale ale 
dezvoltării durabile a Republicii Moldova”, Sesiunea Ştiinţifică “Tehnologii moderne în 
agricultură  şi protecţia mediului înconjurator”, 25-27 noiembrie 2003, Chişinău, 2003; 53rd 
World exhibition of innovation, research and new technology “BRUSSELS EUREKA  2004”, 
16/11/2004-21/11/2004.  
 
Публикации 
 На  основе  полученных  результатов  были  опубликованы 24 (4 за  личным 
авторством) работы, в том числе 3 патента. 
 
Структура и объем диссертации 
Диссертация  состоит  из:  введения;  обзора  литературы;  методов  исследования; 
результатов  исследований  и  их  описания  представленных  в  четырех  главах;  выводах. 
Библиографические источники включают 187 источника; резюме на румынском, русском  
и  английском  языках.  Диссертация  представлена  на 129 страницах.  Иллюстрационный 
материал включает 21 таблицу, 27 рисунков.  
 
Ключевые  слова:  дрожжи,  биомасса,  каротиноиды,  β-каротин,  торулин, 
торулародин, 
питательные 
среды, 
координационные 
соединения, 
экстракты 
растительных шротов, индукторы, предшественники. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 


 
ГЛАВА 1 
КАРОТИНОИДНЫЕ ПИГМЕНТЫ: БИОЛОГИЧЕСКИЕ ФУНКЦИИ И 
ПЕРСПЕКТИВЫ ИСПОЛЬЗОВАНИЯ 
 1.1. 
Микроорганизмы – потенциальные источники каротиноидных 
пигментов 
Впервые  выделенные  еще  в  начале XIX века  из  желтой  репы  и  моркови, 
каротиноиды, как оказалось, присутствуют в клетках и тканях у представителей всех пяти 
царств живой природы от низших бактерий до позвоночных животных. Распространение 
и разнообразие каротиноидов в природе обуславливается как способностью организмов к 
их биосинтезу, так и способностью их абсорбировать и метаболизировать. Каротиноидные 
композиции  у  различных  групп  и  видов  живых  организмов  не  только  отличаются  по 
количественному содержанию, но и различны по качественному составу (BARNET et.al., 
1983; BABIEVA, 1991;  ЕРШОВ, 1992).  
         Следует  отметить,  что  в  природе  каротиноиды  могут  находиться  в  различных 
состояниях:  в  свободном  виде  они  чаще  встречаются  в  пластидах  растений,  мышечной 
ткани рыб, яйцах птиц,  в хроматофорах и эпидермальных структурах растений, в форме 
каротин-протеинов - в  эпидермальных  тканях  животных  и  т.  д. (GOODWIN,1980; 
ФЕОФИЛОВА, 1994;  SHANDU, 1997).  
     Интенсивные методы хозяйствования, получение продуктов длительного хранения, их 
глубокая  переработка  приводят  к  истощению  содержания  в  них  витаминов  и 
провитаминов,  в  частности,  каротиноидов.  Это,  вместе  с  воздействием  неблагоприятных 
экологических  факторов  и  катастроф,  вызывает  их  недостаток  в  организме  и,  как 
следствие,  рост    заболеваний (RAU, 1988; YOUNG, 2001).    Учитывая  неоценимую  роль 
каротиноидов  для  протекания  нормальных  физиологических  процессов,  актуальной 
задачей  современной  биотехнологии    является  создание  новых  форм  каротиноидных 
препаратов  высокого  качества  и  их  применение  в  качестве  физиологически  активных 
веществ (RUDIC ş. a., 2001; SANDMAN, 2001). 
     Среди  микроорганизмов,  способностью  синтезировать    каротиноиды,  жёлтые, 
оранжевые  или  красные  пигменты  (циклические  или  ациклические  изопреноиды) 
обладают    бактерии,  грибы,  водоросли  и  дрожжи (YOKOYAMA, 1985; CERDO-OLDO, 
1989; CANIZARES-VILLANUEVA, 1998).     
           Каротиноиды,  найденные  у  представителей  многих  классов  и  семейств 
нефотосинтезирующих  бактерий,  обычно  локализованы  в  клеточных  мембранах  и  в 
клеточной стенке. Многие виды  растений, бактерий и дрожжей накапливают простые С40 
 


 
– каротиноиды, такие, как  β- каротин, γ-каротин и их производные (CALO-PILVAR, 1995; 
ПРИЩЕП, 2000; ЛАДЫГИН, 2001) 
            Так, характерным каротиноидом галофильных Halobacteria является ациклический 
С50 – пигмент бактериорубин. Каротиноиды синтезируют все виды  фотосинтезирующих 
бактерий, у которых они являются важными компонентами фотосинтетического аппарата. 
Среди бактерий, образующих широкий круг каротиноидов, особый интерес представляет 
штамм Agrobacterium auranticum, который  является  продуцентом  таких  пигментов  как 
астаксантин, β-каротин, эхиненон, бета-криптоксантин, 3-оксиэхиненон, кантаксантин, 3’- 
оксиэхиненон,  зеаксантин,  адонирубин,  адониксантин (YOKOYAMA, 1995). Выделен  и 
очищен также основной каротиноидный пигмент экстремально радиоустойчивой бактерии 
Deinococcus radiodurans (SAITO et. al., 1998). Исследователи  предполагают,  что  этот 
каротиноид  может  обладать  высокой  антиоксидантной  активностью,  так  как  содержит 2 
гидроксильные  группы,  одну  карбонильную  группу  и  длинную  цепь  сопряженных 
двойных  связей.  Пигмент  локализован  на  поверхности  клеток  и,  возможно,  действует  в 
качестве  антиоксиданта  липидов,  белков  и  полисахаридов  на  поверхности  клетки, 
защищая  от  окислительного  стресса,  вызываемого  ионизирующим  и  УФ-излучением  и, 
таким  образом, участвуя  в  повышении  радиоустойчивости  бактерии (www. stat. bachedu. 
ru).  Широко  известны  бактерии  рода Micrococcus, содержащие,  в  основном,  
каротиноидные  пигменты    торулин  и  торулародин  и    светочувствительные  пигменты  
бактериородопсин и меланины (CHATOPODHAY, 1997; emalta1@elstation.agava.ru). 
           Спектр  каротиноидных  пигментов,  синтезируемых    оранжево-красными  группами 
актиномицетов весьма разнообразен. Способность синтезировать пигменты  установлена у 
таких    видов,  как  Actinomyces galbus Frommer, Streptomyces chrestomyceticus var. 
Ayrantioides.  В  настоящее  время  у  актиномицетов  идентифицированы    такие  пигменты, 
как  β- и γ- каротин, ликопин, тетрагидроликопин и проликопин. Количество пигментов, 
синтезируемых актиномицетами составляет в среднем 235,6 мкг/г а.с.в. (GLOZEBROOK, 
1992; CANIZARES-VILLANUEVA, 1998). 
           Очень  важным  источником  получения    каротиноидных  пигментов  могут  служить 
сине-зеленые  водоросли Spirulina platensis (Nordts) CALU – 835,  Dunaliella salina  Teod. 
CALU -834, Spirulina platensis CNM-CB-03, Haematococcus pluvialis, которые  являются 
натуральными источниками каротиноидов, обладающие способностью к синтезу до 0,44 – 
6,9 % β-каротина  (РУДИК, 1995; RUDIC şi coaut.,2000; RUDIC şi coaut., 2001, RUDIC şi 
coaut., 2003). Большая  часть  каротиноидов,  продуцируемых  водорослями  приходится  на 
такие  пигменты  как  β-каротин  и  астаксантин (FABREGAS et.al., 1988; РУДИК, 1990; 
RUDIC şi coaut, 1999; 2001; 2003).  
 

10 
 
           Особое  место  среди  продуцентов  каротиноидов  отводится  грибам  (ДЕЕВ  и  др., 
2004). Наиболее перспективными среди них являются представители порядка  Mucorales: 
Blakeslea trispora, Phycomyces blakesleeanus, Choanephora cucurbitаrum,  являющиеся 
продуцентами  β-каротина  и  ликопина.  Среди  грибов  в  этом  отношении  представляют 
интерес Aspergillus giganteus, некоторые  виды Penicillium, Fusarium sporotrichoides, 
способный продуцировать до 0,5мг ликопина на грамм сухой биомассы (ГЕССЛЕР и др., 
2002; 
). Однако, наиболее высокой каротинообразующей 
способностью  обладает  мукоровый  гриб Blakeslea trispora, синтезирующий  ликопин  до 
360  мг/л  и β-каротин около 30 мг/100мл  культуральной  жидкости  (ФЕОФИЛОВА, 1994;  
MEHTA et. al., 1995; АВЧИЕВА, 1998; ФЕОФИЛОВА, 2004). Известны данные о том, что 
исследователи  из  американской  исследовательской  службы  сельского  хозяйства (US 
Agricultural Research Service, ARS) создали новые штаммы гриба Fusarium sporotrichoides, 
способные  синтезировать  ликопин  и  ряд  других  каротиноидов  растительного 
происхождения.  Специалисты  считают,  что  у  массового  производства  этого  пигмента 
имеются  широчайшие  перспективы,  особенно  если  использовать  в  качестве  субстратов 
для  развития  гриба  разнообразные  побочные  продукты  растительного  происхождения. 
Предварительные  испытания  показали,  что  грибы  способны  продуцировать  до 0,5 мг 
ликопина на 1,0 г сухой биомассы в течение 6 дней при лабораторном культивировании 
(АВЧИЕВА, 2001). Один  из  наиболее  доступных  продуктов  для  выращивания  грибов - 
отходы этанольного производства, состоящие, в основном, из волокнистой части стеблей 
зерновых культур (BRAMLEY et. al., 1992;; ht
). 
Другой  распространенной  группой    микроорганизмов,  способных  к  синтезу    
каротиноидов,  являются  красные  дрожжи.  Некоторые  представители    дрожжей 
(Sporobolomyces, Phaffia, Rhodosposporidium, Cryptococcus, Sporidiobolus, Sterigmatomyces) 
способны  синтезировать широкий спектр каротиноидов, количество которых может быть 
более 10 (ликопин,-  α-,  β-  и  γ-  каротин,  неуроспорен,  фитоен,  фитофлуен,  лютеин, 
ликофил,  ликоксантин,  рубиксантин,  криптоксантин,  зеаксантин,  виолаксантин, 
родоксантин, астаксантин, флавоксантин) (SCHRAEDER, 1995). Наиболее часто среди них 
выделяются  такие  пигменты,  как  β-,  γ-  каротины,  торулин,  торулародин  и  ликопин 
(TAMAŞ şi coaut., 1986; КВАСНИКОВ, 1980; Патент RU 2103351, 27.01.98;  ЗАЙЧЕНКО 
и  др., 2000). Среди  пигментных  дрожжей,  как  источников  каротиноидных  пигментов, 
следует  отметить  штамм  Rhodotorula glutinis ВКПМ V-2210, который  на  питательной 
среде,  включающей  источники  углерода,  азота  и  минеральные  соли,  в  глубинных 
условиях  образует  биомассу,  содержащую 1450-1500 мкг/г  каротиноидов  (Патент RU 
2103351, 27.01.98; 
).  Дрожжи Phaffia rhodozyma обладают  двумя 
 

11 
 
физиологическими особенностями, отличающими его от других пигментных дрожжей: 1) 
они способны сбраживать глюкозу и некоторые другие сахара, 2) в спектре каротиноидов 
у  них    преобладает  астаксантин – пигмент,  встречающийся  у  некоторых  водорослей, 
грибов  и  мелких  ракообразных.  Этот  штамм  представляет  интерес  с  точки  зрения 
получения  биопрепаратов (GIL-HWAN et. al., 1990; CALO-PILAVAR et al., 1995; 
ДЕНИСЕНКО, 2000). Исследователи    Атаманюк  Д.И.,  Борисова  Т.А.  и  Цыгуля  Т.Е. 
отмечают  перспективу  использования  штамма Rhodotorula gracilis в  качестве  белково-
витаминной  добавки  для  нужд  животноводства,  способного  синтезировать  до 725 мкг/г 
сухой биомассы каротиноидных пигментов, качественный состав которых представлен, в 
основном, β-каротином (43%), торулином (35%) и торулародином (22 %) (АТАМАНЮК и 
др., 1981). 
Представляют  также  интерес  и  данные  по  синтезу  каротиноидных  пигментов 
штаммом  дрожжей Sporobolomyces paroroseus, который  на  питательной  среде  с 
различными  источниками  углерода  синтезирует  до 413,8-588,2 мкг/г  каротиноидов  
(USATÎI,  1999).  
2. Химическое строение и биосинтез каротиноидных пигментов 
Каротиноиды представляют собой часть большой группы природных соединений, 
известных  под  общим  названием  изопреноиды.  Наряду  с  бесцветными  (фитоин, 
фитофлюин) алифатическими полиенами, к каротиноидам принадлежит обширная группа 
природных  пигментов  тетратерпенового  ряда,  обладающих  уникальным  хромофором  с 
большим  числом  чередующихся  одинарных  и  двойных  связей  межу  атомами  углерода 
(ЕГОРОВ, 1989). Обычно  число  двойных  связей  в  молекуле  варьирует  от 7 до 15. В 
большинстве  наиболее  распространенных  каротиноидов  их  содержится 10 или 11. 
Благодаря  системе  сопряженных  двойных  связей  каротиноиды  имеют  интенсивную 
желтую, оранжевую, красную или фиолетовую окраску (ФЕОФИЛОВА, 1974; МЕЦЛЕР, 
1988; CHEN et. al., 1999).  
Природные  каротиноиды  по  строению  углеродной  цепочки  разделяются  на 3 
подгруппы: 1) ациклические  структуры,  куда  относится  ликопин; 2) моноциклические 
структуры,  примером  которых  может  служить  γ – каротин,  имеющий  только  одно 
замкнутое кольцо;  3) бициклические структуры – имеют 2 замкнутых кольца, к их числу 
относятся α- и β-каротин. В настоящее время установлено, что терпеноидные соединения, 
в том числе  и каротиноиды, синтезируются из изопентилпирофосфата – соединения с 5 
углеродными  атомами,  образующегося  через  мевалоновую  кислоту  из  ацетата 
(GOODWIN, 1963; SIMPSON, 1972; BRITTON, 1990). Многочисленными исследованиями 
 

12 
 
установлено,  что  процесс  биосинтеза  каротиноидов  микроорганизмами  слагается  из 
следующих этапов: 
1)  образование  первичного С5 – предшественника; 
2)  биосинтез бесцветных С40-соединений из С5 – предшественника; 
3)  образование каротиноидов путем дегидрирования фитоина, который превращается 
в  ликопин  через  фитофлюин,  ζ-каротин  и  нейроспорин  (эти  полиены  часто 
встречаются в следовых количествах у многих грибов и бактерий); 
4)  этап циклизации; 
5)  образование  каротиноидов  с  числом  углеродных  атомов  цепи  больше  С40  и  
ксантофиллов. 
  
До  настоящего  времени  нет  единого  мнения  относительно  пути  образования 
каротиноидов дрожжами. По мнению одних авторов,  образование пигментов происходит 
по  следующей  схеме:  γ-каротин→торулин→торулародин.  Симпсон (SIMPSON et.al., 
1964),  изучавший  каротиноиды Rhodotorula glutinis 48-23, считает,  что  возможны    два 
пути  образования  каротиноидов  дрожжами.  В  первом  случае,  красные  дрожжи  могут 
образовываться 
последовательно 
из 
β-каротина. 
Согласно 
второму, 
общим 
предшественником  каротиноидов  является  γ – каротин;  красные  пигменты – торулин  и 
торулародин  у  Rhodotorula glutinis синтезируются,  по – видимому,  из  β-каротина 
(ЕРШОВ  и  др., 1992.). По  данным  Вечер  с  соавт. (1968), первым  из  окрашенных 
каротиноидов  образуется  β-каротин  и  только  после  него  начинает  синтезироваться 
торулин,  а  затем  торулародин.  Авторы  предполагают,  что  β-каротин  является 
предшественником торулина, а торулин – предшественником торулародина.   У дрожжей, 
согласно SIMPSON (1972) превращение каротиноидов идет по схеме:  
   Фитоин 
   Фитофлюин 
   ζ-каротин 
Ликопин                                                Нейроспорин                                  β-зеакаротин 
                                           γ-каротин                                     
 β-каротин 
 
   Плектаниаксантин                                       Торулин 
   17-гидрокситорулин 
17-окситорулин 
Торулародин 
Рисунок  1. Путь биосинтеза каротиноидных пигментов у дрожжей 
 

13 
 
К общим свойствам каротиноидов можно отнести их нерастворимость в воде и 
хорошую  растворимость  во  многих  органических  растворителях:  хлороформе,  бензоле, 
гексане,  петролейном  эфире,  четыреххлористом  углероде  и  др.  Гидроксилсодержащие 
каротиноиды  лучше  растворяются  в  спиртах  (метанол,  этанол) (BARNETT et. al., 1983). 
Растворы  каротиноидов  в  органических  растворителях  при  спектрофотометрических 
исследованиях  дают  характерные  полосы  поглощения,  в  основном,  в  видимой  области 
спектра, а стереоизомеры показывают их также и в ультрафиолетовой области. Это один 
из  наиболее  точных  показателей,  используемых  при  идентификации  этих  веществ 
(PATTERSON, 1971; BRITTON, 1990;). 
Характерной 
является 
также 
особенность 
каротиноидов 
избирательно 
абсорбироваться  на  минеральных  и  некоторых  органических  абсорбентах,  что  позволяет 
разделять  их  при  помощи  методов  хроматографирования (TAMĂŞ  şi coaut., 1986; 
БОЛОТОВ, 1998)). Для  отдельных  каротиноидов  характерны  некоторые  специфические 
реакции,  в  том  числе  цветные.  Следует  учитывать,  что  каротиноиды  в  чистом  виде 
характеризуются  высокой  лабильностью - они  весьма  чувствительны  к  воздействию 
солнечного  света,  кислорода  воздуха,  нагреванию,  воздействию  кислот  и  щелочей.  Под 
воздействием  этих  неблагоприятных  факторов  они  подвергаются  окислению  и 
разрушению.  В  то  же  время,  входя  в  состав  различных  комплексов  (например, 
протеиновых),  они  проявляют  большую  стабильность,  чем  в  свободном  состоянии 
(ВЕЧЕР и др., 1967; CUNIGHAM, 2001).  
В  настоящее  время  имеется  обширная  литература,  посвященная  проблеме 
каротиногенеза  микроорганизмов  (САССОН, 1987; БЕРКЕР, 1990). В  живой  клетке  ход 
биосинтеза  каротиноидов  регулируется  рядом  внешних  и  внутренних  факторов.  К 
внешним  факторам  относятся,  в  первую  очередь,  свет  и  температура;  к  внутренним – 
обмен  веществ.  Количество  каротиноидных  пигментов,  образующихся  в  клетках 
микроорганизмов,  в  большей  степени  зависит  от  видовой  принадлежности.  По  данным 
Авчиевой  и  др. (АВЧИЕВА  и  др., 1998), комбинация    торулародин – торулин  для 
различных  представителей  рода Rhodotorula составляет 67-94% от  суммы  пигментов.  У 
видов Rh. glutinis и Rh. flava среди  пигментов  много  β-каротина,  соответственно 23,9 и 
61,5 % от  суммы  (Биотехнология.., 1988). Большое  влияние  на  рост  клеток  и  синтез 
пигментов  микроорганизмами  оказывают  физико-химические  факторы  среды:  аэрация, 
температура, свет, реакция среды. 
Влияние  света.  Впервые  влияние  света  на  пигментообразование  дрожжей  было 
отмечено  Лоддером.  Он  наблюдал,  что Rhodotorula в  темноте  образует  мало  пигмента  и 
выглядит  слабо  розовой,  а  на  свету  эта  культура  имела  интенсивный  розовый  цвет.  В 
 

14 
 
дальнейшем  Праус  и  Дир  показали,  что  свет  ускоряет  биосинтез  каротиноидов  у 
Rhodotorula gracilis  в  стадии  роста.  В  более  поздних  работах  Праус  отметил,  что  под 
влиянием  света  увеличивается  доля  каротинов  и  их  антиокислительная  активность  по 
сравнению  с  торулином  (Каротинсинтезирующие  др.., 1980). В  стадии  жирообразования 
освещение  увеличивает  относительное  содержание  α-  и  β – каротинов  (ЕРШОВ  и  др., 
1992).  Исследователями  отмечено,  что  яркий  свет  угнетает  пигментообразование 
дрожжей, слабый – иногда стимулирует его. Интенсивность освещения оказывает влияние 
на качественный состав каротиноидов. Темновая культура содержит  больше β – каротина 
(до 30 % от суммы пигментов) и мало торулародина (около 4 %). На свету соотношение 
обратное:  β – каротин  составляет 10%, а  торулародин – 21%, от  общего  содержания 
каротиноидов  (ДОКУТОВИЧ  и  др., 1995). В  ряде  исследований  показано,  что  для 
усиления  синтеза  каротиноидов  достаточно  кратковременного  воздействия  светом  на 
определенной  стадии  развития  микроорганизмами;  при  этом  достигали  такого  же 
эффекта,  как  и  в  результате  непрерывного  освещения  культуры  на  протяжении  всего 
процесса  ферментации (PILAR et.al., 1995; QIU HONG-DUON et. al., 2001). Ученые 
предполагают,  что  свет  активирует  соединения,  которые  используются  как  
предшественники полиеновой природы или как катализаторы, которые после  активации 
дегидрируют    предшественники.  Показано,  что  организмы  одного  и  того  же  вида  по-
разному  реагируют на свет: у одних он вызывает угнетение каротиногенеза, у других – 
его стимуляцию (АВЧИЕВ  и др., 2004).  
Влияние аэрации. Аэрация является одним из важнейших факторов в регулировании 
образования таких продуктов метаболизма дрожжей, как каротиноиды (ХИГГИНС, 1988; 
ПРИЩЕП, 2000; ДЕНИСЕНКО, 2000).  Исследования влияния аэрации среды на процесс 
каротиногенеза  у  дрожжей Rhodotorula glutinis показали,  что  концентрация  кислорода  в 
среде  оказывала  заметное  влияние  на  количественное  содержание  каротиноидных 
пигментов  в  биомассе  дрожжей.  Наиболее  активный  синтез  каротиноидов  у  дрожжей 
наблюдался  при  аэрации 7,0 л/л/мин (280мкг  каротиноидов  на  1г  сухих  дрожжей).  При 
этом  суммарное  количество  β – каротина  и  торулародина,  обладающих  А-витаминной 
активностью, составляло свыше 70% от общего количества пигментов (SANDMAN, 2001). 
Кислород  оказывает  положительное  влияние  на  рост  дрожжей Phafia rhodozyma и 
стимулирует биосинтез  каротиноидов (ДЕНИСЕНКО, 2000). 
Влияние  температуры.  Температура,  как  одно  из  важных  условий  для 
регулирования  роста  микроорганизмов,  оказывает  влияние    не  только  на  скорость 
размножения клетки, но и на скорость биосинтетических процессов в ней, а в итоге – на 
состав  синтезируемых  продуктов  (Каротинсинтезирующие  др.., 1980; БРИТТОН, 1980; 
 

15 
 
ФЕОФИЛОВА и др., 2001; ФЕОФИЛОВА и др., 2003). Литературные данные о влиянии 
температуры на каротиногенез, в основном, сводятся к тому, что каротиноидный состав у 
дрожжей  остается  неизменным  в  довольно  широких  пределах  колебаний  температуры  
(CHEN, 1999). У Rhodotorula sanniei, например,  каротинообразование  происходит  в 
интервале  температур  от 14 до 28 °С,  а    у Rh. rubra и Phycomyces blakesleanus - в 
интервале от 5 до 25 °С. В большинстве случаев  колебания температуры вызывают лишь 
количественные  изменения  в  синтезе  микроорганизмами  (ЗАЛАШКО, 1991). Однако  у 
некоторых  микроорганизмов  наблюдается  и  качественное  изменение  каротиноидного 
комплекса.  Так,  при  низких  температурах (5°С)  в  культуре Rh. glutinis наблюдается  
высокое  содержание  α – и  β - каротинов – 92-96% от  общей  суммы  при 25°С  α – и  β - 
каротины  составляют  только 43-47 % от  всех  пигментов.  При  значительном  повышении 
температуры с 5 до 25°С и достаточной аэрации значительно усиливается синтез торулина 
и торулародина (FRENGOVA et. al., 1994). 
Влияние  состава  питательной  среды.  Процесс  биосинтеза  каротиноидов  очень 
лабилен и в большой степени зависит от состава питательной среды и свойств микробной 
клетки  (РАЗУМОВСКИЙ    и  др., 1975; ДЕБАБОВ, 1988;  ДЕНИСЕНКО, 2000). Для 
синтеза  каротиноидов  важное  значение  имеет  источник  углеродного  питания 
(ВАСИЛЬЧЕНКО, 1992; QIU HANG-DUON et al., 2001).  
Подробные  исследования  по  выявлению  лучших  источников  углерода  для 
каротиногенеза дрожжей были проведены в Чехословакии с культурой Rhodotorula gracilis 
и в Германии с культурой Rh. rubra (SANDMAN, 2001). Лучшее развитие и образование 
пигментов у Rhodotorula gracilis наблюдалось на средах с глюкозой, фруктозой, сахарозой, 
ксилозой  (Каротинсинтезирующие  др.., 1980; BARRETO et. al., 2002). По  данным 
Виттманн,  культура Rhodotorula хорошо развивалась и  образовывала больше пигментов, 
когда  источником  углеродного  питания  были  глюкоза,  фруктоза,  тростниковый  сахар  и 
глицерин. На среде с тростниковым сахаром образовывалось больше β - каротина (в два 
раза), хотя дрожжи развивались хуже (SANDU, 1997).  
Влияние  состава  питательных  сред  с  различными  источниками  углерода  на 
содержание  каротиноидов  дрожжей Phaffia rhodozyma было  изучено  Подопригора 
(ПОДОПРИГОРА    и  др., 1996), который  в  качестве  источников  углерода  использовал 
экстракты растительных шротов: яблочного, виноградного, томатного, кукурузного. Было 
определено,  что  наличие  данных  экстрактов  способствовало  увеличению  синтеза 
каротиноидных пигментов на 40-65% (БАЛХАНТ и др., 1991). 
Фанг  с  соавторами    изучали  влияние  глюкозы  и  пептона,  в  качестве  источников 
углерода  и  азота  для  выращивания  штамма  Phaffia rhodozyma  и  синтеза  каротиноидов 
 

16 
 
(FANG et al., 1996). Ими  был  установлен  стимулирующий  эффект  глюкозы  в  диапазоне 
концентраций от 1,5 до 3,5%, который обеспечивает увеличение выхода астаксантина до 
1454 мкг/г сухой биомассы (SCHOROEDER, JONSON E.A.,1993). 
Источники  азота  также  оказывают  существенное  влияние  на  каротиногенез 
микроорганизмов. Избыток в среде азота подавляет пигментообразование (АТАМАНЮК 
и  др., 1971). Отсутствие  азота  в  момент  активного  размножения  клеток    изменяет 
направление  обмена  веществ,  переключая  его  с  синтеза  белковых  соединений  на 
образование безазотистых веществ, какими являются, в частности, каротиноиды (YOUNG 
et. al., 2001). 
  Влияние  различных  источников  азота  на  каротиногенез  дрожжей Rhodotorula 
представлено в исследованиях таких  авторов, как Атаманюк (1970), Ими были испытаны 
различные азотистые вещества - серин, валин, лизин, триптофан, метионин, глутаминовая 
кислота,  мочевина,  гликокол,  гистидин  и  азотнокислый  аммоний.  Наиболее 
благоприятным  для  образования  пигментов  оказался  азотнокислый  аммоний  и 
аминокислоты треонин и лейцин (РАЗУМОВСКИЙ и др., 1975). 
Для процесса каротиногенеза важное значение имеет соотношение в среде углерода 
к  азоту,  что  было  установлено  еще  Шопфером  в  опытах  с  культурами Phycomyces 
blakesleanus (COODWIN,1980). Более  подробное  изучение  проведено  с Rhodotorula 
gracilis. Были испытаны различные среды с соотношениями углерод/азот – 10:1, 20:1, 40:1, 
80:1, 160:1 и  среда  без  азота.  В  качестве  источника  углерода  использовались  глюкоза,  в 
качестве  азота – фосфорнокислый  аммоний.  Оптимальным  соотношением  углерода  к 
азоту  для  каротиногенеза  является 40:1. При  таком  соотношении  лучше  усваивается 
глюкоза (BRAMELY, 1992).  
Влияние биологически активных веществ и химических реагентов на синтез 
каротиноидов.  β – ионон  стимулирует  синтез  каротиноидов Phycomyces blakesleanus, 
если  он  добавляется,  когда  компоненты  среды  не  полностью  израсходованы  грибом 
(ПРИЩЕП и др.,  2000). В этом случае биосинтез β – каротина увеличивается в 2-4 раза. 
Однако  меченный  β – ионон  не  включался  в  β – каротин.  Он  оказывал  каталитическое 
действие на ранние этапы синтеза изопреноидов (ФЕОФИЛОВА, 1994). 
        Опыты, проведенные с культурой гриба Blakeskea trispora, показали, что действие β – 
ионона на данную культуру зависит от состава среды.  В питательной среде без масла β – 
ионон сильно ингибирует рост гриба (ВАСИЛЬЧЕНКО и др., 1992). В питательной среде с 
глюкозой и маслом β – ионон, внесенный в концентрации 0,1% через 24 часа после начала 
ферментации, существенно улучшает рост мицелия и повышает содержание каротина. 
 

17 
 
Для  интенсификации  процесса  каротинообразования    у Spirulina platensis 
 
Мельников  и  соавт. (1997) предлагают  использовать  в  питательной  среде  ацетат  натрия,  
что позволит увеличить выход каротиноидов на 100-170%  (МЕЛЬНИКОВ, 1997). 
Васильченко  и  соавт.  изучали  действие  растительных  масел  на  каротиногенез 
Blakeslea trispora. Показано,  что  замена  кукурузного  масла  на  смесь  масел, 
обеспечивающую  оптимальный  жирнокислотный  состав,  приводит  к  увеличению  β – 
каротина на 30% (ВАСИЛЬЧЕНОКО, 1992).  
Атаманюк  и  соавт.  исследовали  действие  подсолнечного,  камфорного,  кедрового 
масел  на  каротинообразование  дрожжей Rhodotorula gracilis K-1. Выявлено,  что 
значительный  стимулирующий  эффект  на  синтез  каротиноидов  в  биомассе    оказывает  
подсолнечное масло (РАЗУМОВСКИЙ и др., 1975).  
 В  качестве  стимуляторов  каротиногенеза  используют  также  триспоровые  кислоты, 
соединения, содержащие β – иононовое кольцо (ретинол,  β – ионон) и фенилпроизводные 
(диметилфталат,  вератрол) (CERADO-OLMEDO, 1989). Стимулирующим  свойством 
обладает  цитрусовая пульпа или цитрусовое масло, дрожжевые экстракты  (QIU HANG-
DUAON, 2001; ФЕОФИЛОВА, 1994). Мукоровый  гриб Blakeslea trispora является 
сверхсинтетиком  β-каротина,  причем  роль  индуктора  выполняют  триспоровые  кислоты 
(ТСК). В свою очередь,  ТСК  образуются из ß-каротина (enternet: http//www.biolab. com). 
Аминокислоты также усиливают образование каротиноидных пигментов. Показано, 
что  на  среде  с  недостатком  глюкозы,  которой  едва  хватает  для  развития  гриба 
Phycomyces, добавление лейцина и валина стимулировало образование пигментов в 4 раза 
(Godwin 1972).  По  данным,  которые  представили  Разумовский    П.Н.  и  Атаманюк  Д.И. 
(1975) аминокислоты, добавленные в синтетическую среду вместо сернокислого аммония 
или  других  источников  азота,  повышали  выход  биомассы  и  синтез  каротиноидов 
(РАЗУМОВСКИЙ и др., 1975; CHEN et. al., 1999). 
Чешскими и белорусскими учеными изучалось действие ряда кислот трикарбонового 
цикла  на  каротиногенез  микроорганизмов.  Было  показано,  что  лимонная  и  яблочная 
кислоты  оказались  самыми  эффективными.  Они  увеличивали  образование  каротиноидов  
у Spirulina platensis в 1,5 раза (PRIGGOTT  et. al., 1994; МАНАНКИНА и др., 1997).  
В последние годы особое внимание уделяется вопросам использования незаменимых 
химических  элементов  для  управления  ростом  и  метаболизмом  микробных  культур 
(УПИТИС, 1983; ФЕДОРОВИЧ, 1989; ДЕДЮХИНА, 1992; RUDIC ş. a., 1997). Известно, 
что  отдельные  виды  микроорганизмов  характеризуются  различной  потребностью  в 
химических элементах для роста и биосинтеза вторичных метаболитов (RUDIC ş. a., 2000.; 
ROTARU  ş. a., 2001). Каротиногенез  стимулируется  у  некоторых  микроорганизмов  
 

18 
 
ионами Fe³+ и  Mn²+    (ФЕДОРОВИЧ, 2000; RUDIC ş. a.,  2003), координационные 
соединения  магния  стимулируют  биосинтез  β – каротина  у  зеленой  водоросли 
Haematococcus pluvialis (РУДИК, 1993; RUDIC ş. a., 1999; RUDIC, 2000; RUDIC ş. a., 2000; 
RUDIC ş. a.,  2001, RUDIC ş. a., 2003).  
При  внесении в питательную среду различных доз микроэлементов Са и Mg было 
установлено,  что  отсутствие  Са  в  среде  угнетающе  действовало  на  рост  дрожжей 
Rhodotorula glutinis, а его добавление стимулировало накопление биомассы и увеличивало 
количество синтезируемых каротиноидов (ЗАЛАШКО, 1991; WALKER, 1998). 
Итак,  дальнейшее  развитие  биотехнологии  включает  разработку  эффективных 
методов,  направленных  на  повышение  выхода  биомассы  микроорганизмов  с  высоким 
содержанием каротиноидов. 
 
3. Биологические функции и область применения каротиноидов 
 Большое разнообразие каротиноидов в растительном, животном и микробном мире 
и  то,  что  на  протяжении  всей  эволюции  растения  производят,  а  животные  и  человек 
поглощают  каротиноиды,  содержащиеся  в  продуктах  их  ежедневного  рациона, 
модифицируют и аккумулируют их специфическим образом, неизбежно возникает вопрос 
об их функциональном назначении (NEAMŢU, 1986; КАРНАУХОВ, 1993; CANIZARES – 
VALLANUEVA, 1998). Хотя  многие  аспекты  физиологических  функций  каротиноидов 
остаются  невыясненными  до  конца,  можно  с  уверенностью  утверждать,  что  они  играют 
важную  роль  в  различных  физиологических  процессах,  без  которых  жизнь  в 
существующей  форме  была  бы  невозможна.  Для  растений  фундаментальное  значение 
имеет функция каротиноидов, связанная с процессом фотосинтеза, который стал основой 
всей  жизни  на  земле,  когда  геохимические  источники  энергии  на  нашей  планете  были 
исчерпаны  (после  глобального  энергетического  кризиса,  произошедшего  на  нашей 
планете около 5 миллиардов лет назад). Растения абсорбируют энергию солнечного света 
и  благодаря  этому  синтезируют  из  углекислого  газа  и  воды  органические  вещества, 
которые и являются основой как животной, так и человеческой пищевой цепи. В процессе 
фотосинтеза  производится  кислород,  образующий  кислородную  атмосферу,  в  которой 
большинство  органических  молекул  могли  быстро  разрушаться,  если  бы  не  были 
защищены  от  подобных  побочных  эффектов  этого  процесса  (также  как  и  от  других 
неблагоприятных  факторов).  В  предотвращении  негативных  проявлений  этих  процессов 
(например,  индуцирование  энергии  и  защита  органических  молекул  от  разрушения 
окислением)  ключевая  роль  принадлежит  каротиноидам ( МЕЦЛЕР, 1986; SANDMAN, 
2001). Как светопоглотители, каротиноиды разделяют с хлорофиллом ключевую роль в 
 





















19 
 
энергетическом  метаболизме  высших  растений.  Поглощая  свет,  они  трансформируют 
захваченную световую энергию в реакционные центры пигментов, где она преобразуется 
в  электрическую,  а  затем  и  в  химическую  в  форме  АТФ,  которая  уже  пригодна  для 
синтеза  различных  соединений.  Не  менее  важна  мембраностабилизирующая  функция 
каротиноидов,  что  значимо  для  жизни  в  кислородной  атмосфере  (SCHOROEDER et al., 
1993; YOUNG et al., 2001).  
 Каротиноиды вовлекаются в различные защитные механизмы
 
благодаря  наличию  сопряженных  двойных  связей,  могут  связывать  синглетный
кислород и ингибируют образование свободных радикалов, предупреждая их негативное 
действие на организм;  
 
обеспечивают защиту от ультрафиолетового излучения, так как могут трансформировать
энергию  УФ-света  в  видимый  свет,  что  проявляется  в  явлении  флуоресценции
(например свечение пыльцы некоторых цветковых растений, спор грибов и водорослей 
и т. д.); 
 
выступают  в  роли  антиоксидантов,  защищая  чувствительные  ткани  и  лабильные
соединения от окисления. 
Одна  из  важнейших  функций  каротиноидов — А-провитаминная  активность. 
Животные  и  человек  не  способны  синтезировать  витамин  А,  который  является 
незаменимым для зрения, роста, репродукции для защиты от различных бактериальных и 
грибковых заболеваний и нормального функционирования кожи и слизистых. Витамин А 
не образуется в растительных тканях и может быть получен только путем преобразования 
провитамин-А  активных  каротиноидов  (прежде  всего,  β-каротина,  а  также  α-каротина, 
криптоксантина, 3,4-дигидро-β-каротина,  астаксантина,  кантаксантина  и  др.) (БУКИН, 
1991;  ГОМБОЕВА  и  др., 1998). Представляет  интерес  влияние  каротиноидов  на 
эндокринную  систему,  особенно  это  касается  полового  развития  и  созревания, 
оплодотворения,  прохождения  репродуктивных  процессов  (ХРАПОВА, 1982; БУКИН, 
1991). Одной из важнейших функций каротиноидов — это способность образовывать 
комплексы  с  протеинами.  Известно,  что  маленькие  молекулы  (аллостерические 
эффекторы)  изменяют  агрегационное  состояние  протеинов,  тем  самым,  стабилизируя  их 
протеиновую и ферментную активность. Эта способность также обуславливает изменение 
проницаемости  мембран.  Установлена  иммуностимулирующая  роль  каротиноидов. 
Например,  обнаружено,  что  рыбы  с  высоким  содержанием  каротиноидов  в  организме 
были значительно более устойчивы к инфекционным и грибковым заболеваниям; цыплята 
—  устойчивы  к  энцефалопатии  и  т.  д. (ШЕЛЕПОВА, 1992; JYONOUCHI et. al., 1995). 
 

20 
 
Каротиноиды увеличивают цитостатическую активность клеток-киллеров, замедляют рост 
опухоли и ускоряют ранозаживление. Каротиноиды проявляют аппетитстимулирующую 
активность  (и  физиологически,  и  этиологически).  Весьма  важной,  проявляющейся 
внешне,  функцией  каротиноидов  является  их  способность  обеспечивать  яркую  окраску 
организмов, которая может выполнять сигнальную функцию
Перечень основных установленных функций каротиноидов 
(

Основные функции каротиноидов 
Для растений 
Для животных 
Светопоглотитель 
или  А-провитаминная активность 
вспомогательный антенный пигмент 
Проводники энергии света 
Оказывают влияние на работу эндокринной системы 
Защита  от  неблагоприятных  факторов  Предохраняет от неблагоприятных факторов внешней среды 
внешней среды  
Мембраностабилизирующая функция 
Мембраностабилизирующая функция 
Стабилизация протеинов  
Запас кислорода в нейрональной дыхательной цепочке 
Сигнальная функция 
 
Способствуют транспорту кальция через мембраны 
 
 
Иммуностимулирующая роль 
Сигнальная функция при окрашивании 
В  зависимости  от  природы  каротиноидов,  их  получают  путем  синтетического  и 
микробного синтеза, экстрагируют из растительных источников и водорослей (RUDIC ş.a.,  
1990; RUDIC ş. a., 2001). Из  всех  известных  каротиноидов  промышленным  способом 
получают  β – каротин, ликопин, кантаксантин, этил – β – апо- 8 – каротиноат, β – апо – 8 
– каротиналь (ФЕОФИЛОВА, 1994). Главный каротиноид, который получают в больших 
количествах – это    β – каротин.  Его  получают  путем  химического  синтеза  две  фирмы 
«Hoffman – La Roshe» (США)  и «BASF» (Германия).  В  настоящее  время  начато 
производство  β-  каротина  и  ликопина  микробиологическим  путем  заводом 
«Уралбиофарм» (Россия) (ФЕОФИЛОВА, 1994; 
).  Биологическая 
роль витамина А, а следовательно и бета-каротина, общеизвестна. Входя в состав сетчатки 
глаза,  он  в  виде  родопсина  участвует  в  акте  зрения,  при  недостатке  его  развивается 
"Куриная  слепота" (человек  плохо  видит  в  сумерки) (ХРАПОВА, 1982; КАРНАУХОВ, 
1993;  ГОМБОЕВА  и  др., 1998). Весь  мировой  опыт  однозначно  свидетельствует,  что  в 
современных условиях обеспечить человека оптимальным количеством витаминов за счет 
 

21 
 
потребления обычных продуктов нереально. Необходимо создать продукты, обогащенные 
витаминными  и  биологически  активными  добавками.  К  наиболее  перспективным 
пищевым добавкам относятся каротины (БУКИН, 1997).  Из одной молекулы β-каротина в 
организме образуется 2 молекулы провитамина А. Каротин, как и витамин А, относится к 
незаменимым витаминам и должен поступать в организм человека и животных постоянно 
(RUDIC  şi coaut., 1995; ГОМБОЕВА  и  др., 1998). Витамин  А  крайне  необходим  для 
нормального состояния кожи и слизистых оболочек глаза, бронхов и желудка. Недостаток 
его  ведет  к  воспалению  верхних  дыхательных  путей  и  желудка  и  провоцирует 
возникновение  катарам,  бронхитов,  гастритов  и  язв.  Роговица  глаза  становится  сухой, 
воспаляется  и  изъязвляется.  Кожные  покровы  становятся  грубыми,  неэластичными 
(СЕРГИЕНКО, 2001).  
До недавнего времени каротин и каротиноиды использовали, главным образом, как 
пищевую добавку (краситель), а не с целью повышения витаминной ценности продуктов 
(БУКИН, 1991; ЧИБИЛЯЕВ, 1998; www.tereza.ru). Однако  исследования  последних  лет 
установили самостоятельные функции каротина. Он повышает защитные силы организма 
против  вредного  действия  радиационного  облучения,  образования  злокачественных 
опухолей  (имеет  так  называемые  радио - и  канцерогенные  свойства) (RUDIC, 1995; 
БУКИН, 1997; BLACK, 1998). Доказано,  что  каротин  понижает  риск  возникновения 
сердечно-сосудистых и желудочно-кишечных заболеваний (FORTES, 1998; YONG, 2001). 
В  последние  годы  становится  все  более  популярно  применение  каротинсодержащей 
продукции  в  различных  областях  пищевой  промышленности,  таких  как  масложировая 
(производство  маргарина,  масла  коровьего,  жиров,  майонеза);  молочная  (производство 
мороженого); хлебобулочная и макаронная (производство булок, батонов, макарон, рожек, 
лапши,  чипсов);  кондитерская  (производство  печенья,  конфет)  и  сыроваренная 
(производство  сыра) (БЕРКЕР, 1990; CUNNIGHAM, 2001).  Основными  принципами 
использования  каротиноидов  в  производстве  являются  улучшение  цвета  продукта,  если 
цветонасыщение  недостаточно  и  не  отвечает  ожиданиям  потребителя,  стандартизация 
цвета и внешнего вида продуктов питания, например, компенсация сезонного цвета таких 
продуктов  как  масло  и  сыр;  восстановление  цвета,  утерянного  в  процессе  производства;  
придание  бесцветному  продукту  соответствующий  цвет  и  витаминизация  продуктов 
питания (VĂLĂSUTEAN, 1998; ДЕНИСОВ, 1999; http://www.iaci.ru). Полезные  свойства 
каротинов заключаются в том, что эти вещества предупреждают развитие онкологических 
заболеваний,  согласно  данным  Национального  ракового  Института  США,  повышают 
иммунитет  ко  многим  другим  заболеваниям,  являясь  антиоксидантами,  предотвращают 
 

22 
 
процессы  старения  в  организме,  являясь  сильными  радиопротекторами,  способствуют 
выводу  тяжелых  металлов  из  организма  (ШЕЛЕПОВА, 1992; БУКИН,1997; 
www.uralbiopharm.ru).  β-каротин - это витамин роста и его постоянное потребление будет 
увеличивать 
рост 
последующих 
поколений.  
Каротинсодержащие 
препараты 
способствуют  улучшению  зрения,  широко  используются  при  лечении  ожогов,  язв,  для 
лечения  больных  в  послеоперационном  и  постклимактерическом  периоде,  согласно 
исследованиям Клиники лечебного  питания Института питания РАМН, используются при 
лечении  колитов,  геморроя,  язвенной  болезни  желудка  и  двенадцатиперстной  кишки 
(ФОМИНА,1998; ДЕЕВ, 2004). 
Использование каротинсодержащей продукции в парфюмерно-косметической 
промышленности.  В  настоящее  время  выпускаются  жирорастворимые  формы 
микробиологических  каротинов,  что  позволяет  широко  использовать  их  в  парфюмерно-
косметической  промышленности (YOUNG et al., 2001). β-каротин  является  мощным 
антиоксидантом, обеспечивающим в организме прерывание цепных свободнорадикальных 
реакций, защиту макромолекул и биомембран клеток от повреждений, являясь серьезным 
фактором повышения резистентности организма к различным патогенным воздействиям, 
в  том  числе  к  новообразованиям (www.medi.ru). β-каротин  усиливает  регенерацию 
многослойного  эпителия,  что  позволяет  его  использовать  в  дерматологии,  гинекологии, 
при лечении заболеваний, связанных с поражением эпителия. При накожном применении 
бета-каротин  не  только  влияет  на  обменные  процессы  в  самой  коже,  но  и  усваивается 
через  кожу,  оказывая  благоприятное  воздействие  на  организм  в  целом.  Введение  β-
каротина  в  зубные  пасты,  крема,  помады,  шампуни,  краску  для  волос  позволяет 
предупредить  старение  кожи,  устранить  морщины,  раздражение,  зуд,  смягчить  кожу, 
уменьшить ее сухость, способствовать заживлению царапин, трещин, улучшить внешний 
вид кожи и ее общее состояние (
).  
Использование 
каротинсодержащей 
продукции 
в 
животноводстве.   
Систематические  исследования,  проведенные  на  крупном  рогатом  скоте,  подтвердили 
теорию, согласно которой β-каротин является жизненно важным веществом и в некоторых 
функциях не может быть заменен витамином А у животных, не получающих β-каротин в 
достаточном  количестве  (КОЛЬЦОВА  и  др., 1984; ГОМБОЕВА, 1998). В  результате 
наблюдаются нарушения функций организма, впоследствии приводящих к повреждениям 
всех  соответствующих  органов.  В  результате  этого,  воспроизводительная  способность 
животного  ухудшается  (КАЛУНЯНЦ, 1980). Открытию  β-каротина,  как  незаменимого 
биокатализатора  плодовитости,  предшествовал  ряд  интересных  наблюдений.  Давно 
 

23 
 
известно,  что  животные  во  время  летнего  выпаса  получают  большое  количество  β-
каротина,  тогда  как  в  зимний  период  у  них  наблюдается  его  недостаток.  Результаты 
многочисленных  экспериментов,  проведенных  в  полевых  условиях  во  многих  странах 
мира  доказывают,  что  β-каротин  оказывает  положительное  воздействие  на  плодовитость 
крупного  рогатого  скота,  при  условии,  что  ухудшение  плодовитости  не  обусловлено 
другими  грубыми  недостатками  в  кормлении  и  содержании  (ПЕТРУНЯКА, 1979; 
www.biolab.angelcities.com). Иными словами, β-каротин может быть эффективным только 
в  том  случае,  если  он  является  лимитирующим  фактором  в  кормлении 
сельскохозяйственных животных (http://vitamarket.com.ua). 
Использование  каротинсодержащей  продукции  в  аквакультуре.  Каротиноиды 
являются веществами, которые входят в состав животных организмов. В мире животных, 
благодаря  каротиноидам,  появляется  окраска  у  рыб  и  других  представителей  морской 
фауны  (СОИН, 1975; МИКУЛИН, 1993). В  настоящее  время  каротиноиды  выпускаются 
фирмой BASF в  виде 10 %-ного  сухого  порошка  в  мелких  гранулах.  Это  означает,  что 
активный  ингредиент,  каротиноид,  заключен  в  оболочку  и  защищен  микрокапсулой. 
Микрокапсулы  растворяются  в  пищеварительном  тракте  рыб,  после  чего  каротиноид 
абсорбируется  и  поступает  в  ткани – мишени,  в  которых  проявляется  эффект 
пигментации.  Для  обеспечения  эффективной  пигментации  рыб  используются  продукты 
кантаксантин  и  астаксантин,  как  отдельно,  так  и  в  составе  смесей  (

ЧЕРНЯЕВ, 1988). Использование  данных  препаратов  способствует  усилению 
сопротивляемости  организма  рыб  к  различным  заболеваниям,  повышает  способность  к 
оплодотворению  и  подавляет  мутации  (КАРНАУХОВ, 1988). Для  сохранения 
выживаемости и интенсификации роста личинок рыб, широкое распространение находят 
дрожжи,  входящие  в  состав  стартовых  кормов  для  рыб (CADAR, 1990;  МИКУЛИН, 
2000). 
Таким  образом,  библиографический  анализ  показал,  что  среди  микроорганизмов, 
обладающих способностью к биосинтезу каротиноидов можно выделить  красные дрожжи 
Sporobolomyces, Phaffia, Rhodosposporidium, Cryptococcus, Sporidiobolus, Sterigmatomyces 
и   Rhodotorula, которые  способны  продуцировать  биомассу  с  высоким  содержанием 
каротиноидов.  Дальнейшее  развитие  биотехнологии  должно  заключаться  в    разработке 
эффективных  методов  получения  микробной  биомассы  с  высоким  содержанием 
каротиноидных  пигментов  путем  использования  различных  физических  и  химических 
факторов.  Следовательно,  остаются  актуальными  проблемы  разработки  новых  способов 
получения 
каротиноидов 
микробиологическим 
путем 
и 
усовершенствование 
применяемых  методов.  Высокая  биологическая  ценность  каротиноидов,  получаемых 
 

24 
 
микробиологическим  путем,  обеспечила  их  широкое  применение  в  различных  областях 
пищевой,  парфюмерно-косметической  промышленности,  а  также  в  животноводстве  и 
аквакультуре  в  качестве  биодобавок  и  каротинсодержащих  препаратов.  Необходимость 
поиска  высокопродуктивных  штаммов  дрожжей,  способных  синтезировать  высокое 
количество  каротиноидов  показала  важность  изучения  особенностей  каротиногенеза  у 
дрожжей  под  влиянием  различных  факторов,  разработки  различных  способов 
направленного  синтеза  каротиноидов  и    биотехнологии  получения  новых  препаратов  на 
базе дрожжевых каротиноидов.  
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 

25 
 
ГЛАВА 2 
МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ ИССЛЕДОВАНИЙ 
  
  
Исследования    были  проведены    в  течение 2001 - 2005 гг.  в  лаборатории 
«Микробные продукты» Института Микробиологии АН РМ. 
2.1 Предмет исследований 
Предметом  исследований    служили 14 штаммов  дрожжей  рода Rhodotorula и 
Sporobolomyces  из  рабочей  коллекции  лаборатории  «Микробные  продукты»  и 
Национальной  Коллекции  Непатогенных  Микроорганизмов: Rhodotorula gracilis CNMN-
YS-02,  Rhodotorula gracilis CNMN-YS-03,  Sporobolomyces pararoseus CNMN-YS-01
Rhodotorula rubra CNMN-YS-09,  Rhodotorula mucilaginosa CNMN-YS-10 и  штаммы 
Rhodotorula gracilis CNMN-YS-I/3,  Rhodotorula gracilis CNMN-YS-I/4-04, Rhodotorula 
gracilis CNMN-YS-II/6Rhodotorula gracilis CNMN-YS-II/9, Rhodotorula gracilis CNMN-YS 
- II/15,  Rhodotorula gracilis  CNMN-YS-V/12, Rhodotorula gracilis  CNMN-YS-IV/14
Rhodotorula gracilis CNMN-YS-II/5-05, Rhodotorula gracilis CNMN-YS-III/20-06, 
полученные после γ-излучения культуры Rhodotorula gracilis CNMN-YS-02.  
 
2.2 Питательные среды для культивирования каротинсинтезирующих дрожжей 
Для  сохранения  культур  и  глубинного  культивирования  дрожжей  были 
использованы питательные среды: 
1. 
Питательная среда на пивном сусле (LODDER, KREEGER VAN RIJ, 1952):  
Размешивается 1 кг солодовой муки с 2,6 л водопроводной воды  при постоянном 
перемешивании  в  течение 3 часов  при  температуре 45°С,  затем  температуру поднимают 
до 63°С, продолжая перемешивание еще 1 час. После фильтрации смесь стерилизуют 15 
минут  при 120°С (1 bar), повторно  фильтруют  и  разбавляют  до 15° Blg (определяют  по 
сахарометру). Достигается значение рН до 5,4. 
   Для  получения  агаризованного  пивного  сусла  в  жидкую  среду  добавляется 2% 
агара и смесь стерилизуют при 110°С (1/2 bar)в течение 15 минут. 
2. 
Среда Лундина (КВАСНИКОВ, 1986) следующего состава (г/л): (NH4)2SO4-
1.0; KH2PO4-1.0; NaCl- 0.5;   MgSО4•7H2O-1.0; FeCl3•7H2O  - следы; Сахароза – 40.0; Вода 
водопроводная 1л; рН = 5,5. 
3. 
Среда  синтетическая – MS-1  (г/л) (КВАСНИКОВ, 1986): (NH4)2SO4-5.0; 
KH2PO4-1.0; MgSО4•7H2O-0.5; CaCl2•2H2O-0.1;  NaCl-0.1; Глюкоза-40.0;  Вода 
водопроводная 1л; рН = 5,5. 
 

26 
 
4. 
Питательная среда MZ - 30 (г/л) (MD 1328 ): Глицерин – 40.0;  Меласса – 
20.0; KH2PO4 – 1.0; NaCl – 0.5, MgSO4•7H2O-0,5; CaCl2 – 1.0; Fe2SО4•7H2O- 0, 00003 
(следы); Вода водопроводная 1л; рН = 5,5 (USATÎI, 2002). 
 
2.3. Биостимуляторы, индукторы и координационные соединения металлов 
Для повышения биосинтетического потенциала дрожжей были использованы: 
➣ 
Нетрадиционные  источники  питания - экстракты  растительных  шротов  
агропромышленного производства – виноградный, томатный, яблочный. 
  
Способ получения экстракта из отходов агропромышленного производства:  
80,0-100,0  г  сухого  шрота  разбавляется 1 литром  водопроводной  воды,  стерилизуется 
текучим паром (3 этапа). Экстракт фильтруют и определяют содержание общего сахара. 
➣  Индукторы - растительные масла: подсолнечное, соевое, кукурузное, оливковое и 
ретинол. 
➣  Предшественники -ацетат натрия (NaCH3COO),  ацетат цинка ([Zn(CH3COO)2 4Н2О)]) 
  и лимонная кислота (С6Н8О7). 
➣  Координационные соединения переходных металлов – [Zn(Gly)Dl-Ser)], [Zn(Dl-Ala)(L-
Ser)],  предоставленные  др.  хим.  наук  Л.  Чапуриной,  Интситут  Химии  АНМ  и 
[Fe2NiO(CCl3COO)6(CH3OH)3], [Fe2Mn(CCl3COO)6(CH3OH)3], 
синтезированные 
сотрудниками  Института  Химии  АНМ,  под  руководством  академика  К.  Турта, 
институт Химии АНМ. 
2.4. Аппаратура и оборудование 
Термостат ТС-80М-2 (Россия);  
Автоклав (ГК/100/3);  
Спектрофотометр SF -26;  
Аминокислотный анализатор ААА-339 «Microtehnica» (Чехия);  
Центрифуга – MPW -310 (Польша);  
Весы «ВТ -500»;  
Аналитические весы – ВЛР – 200;  
Качалка  – КВ-357; 
Роторный испаритель. 
2.5. Реактивы 
В ходе исследований были использованы: 
 -  углеводы:  глюкоза,  сахароза,  мальтоза,  инозит,  маннит,  лактоза,  рамноза,  арабиноза, 
галактоза, ксилоза и глицерин; 
 

27 
 
 - соли: (NH4)2SO4; KH2PO4; MgSO4 7H2O; FeSO4 6H2O; CaCl2; NaCl, ,Cu SO4; KMnO4; 
 - химические реагенты: петролейный эфир, гексан, ацетон, соляная кислота, диэтиловый 
эфир,  хлороформ,  спирт,  безводный  сернокислый  натрий,  окись  алюминия (III и IV 
степени по Брокману). 
2.6. Методы исследований 
 
Морфокультуральные  и  физиологические  свойства  штамма Rhodotorula 
gracilis CNM – YS–03 были  изучены  согласно  методам,  описанным  в 
специализированной  литературе  (БАБЬЕВА,  ГОЛУБЕВ, 1979; KREGER – 
VAN  RIJ, 1984).  
 
 Аминокислотный  состав  идентифицировали  на  анализаторе  ААА-339 
«Microtehnica» (Чехия)  классическим  методом  (Новые  методы  анализа 
аминокислот, 1974). Исследования  проводились  совместно  с  сотрудниками 
Центра Метрологии и Автоматизации научных исследований Академии Наук 
Молдовы. 
 
 Определение 
продуктивности 
дрожжей 
проводилось 
согласно 
классическому  методу  (Руководство  к  практическим  занятиям  по 
микробиологии, 1995). 
 
Количественное  определение  сахаров  по  Бертрану  (Большой  практикум  по 
микробиологии, 1962). 
 
Определение содержания внутриклеточных липидов по методу Bligh и Dyer 
(КЕЙТС, 1975).  
 
 Методы исследования каротиноидных пигментов 
а) Экстракция пигментов: 
-  микробная  биомасса  доводится  до  концентрации 10мг/мл  дистиллированной 
водой; 
- клетки дрожжей разрушаются методом гидролиза 1N HCl в течении 15 минут на 
водяной бане при температуре 90°С; 
-  экстракция  пигментов  проводится  на  основании  модифицированного  метода 
Петерсона (PETERSON et al., 1958; Каротинсинтезирующие дрожжи, 1980). 
 б) Колоночная хроматография, на окиси алюминия III и IV степени по Брокману  
(ВАКУЛОВА  Л.А.,  КУЗНЕЦОВА  А.И., 1964, TĂMAŞ, NEAMŢU, 1986; ТЕРЕШИНА 
В.М., 1994). 
в)  Идентификация  каротиноидных  пигментов  производится  на  основании  
спектров  поглощения  света  каротиноидами (TĂMAŞ, NEAMŢU, 1986; БРИТТОН, 1986; 
ТЕРЕШИНА, 1994). 
 

28 
 
Определение количества хроматографически очищенных пигментов: 
С=D•V•10000/E•P 
Где: С -  содержание каротиноидов, мкг/г А.С.В.; 
D  - оптическая плотность раствора по максимуму поглощения; 
V   - объем элюата, мл; 
E   - коэффициент экстинкции соответствующего пигмента; 
Р   - навеска сухой биомассы, взятой на экстракцию, г. 
 г)  Определение  содержания  каротиноидов  в  смеси  (без  предварительного 
разделения)  (Вечер, Куликова, 1980):  
1. Определение концентрации каротиноидов (мкг/мл): 
C1= 3,9•D450+1,8•D537-3,6•D509 
C2= 5,3•D509-6,7•D537 
C3= 6,7•D537-1,1•D509 
Где:  С1- концентрация β-каротина, мкг/мл; 
С2-концентрация торулина, мкг/мл; 
D450  - оптическая плотность раствора при 450 нм; 
D509- оптическая плотность раствора при 507 нм; 
D537- оптическая плотность раствора при 450 нм; 
2. Определение количества каротиноидов (мкг/г А.С.В.): 
A=C•V/m 
 ГдеА  - количество каротиноидов (мкг/г А.С.В.); 
С - концентрация  каротиноидов, мкг/мл,     по максимуму поглощения; 
V – объем элюата, мл; 
m - навеска сухой биомассы, взятой на экстракцию, г. 
  Определение содержания цинка в биомассе дрожжей     
Используется  спектрофотометрический  метод  (пат. MD 1701, 2001) определения 
цинка, состоящий из следующих этапов: 
1. разделение, разрушение и кислотный гидролиз биомассы. 
2. отделение, экстракция и определение цинка. 
3. обработка результатов:  
Расчет количества цинк (мг %) производится на основе уравнения: 
С Zn (мг %) = [Аэкстракт - КАэкстракт] 100/33,3  m, 
                                                                                                            538                  620  
 
Где:  А Zn - оптическая плотность дитизоната цинка при длине волны 538 нм; 
 

29 
 
Аэкстракт – оптическая плотность экстракта при длине волны 538 нм; 
  
   538 
 Аэкстракт  - оптическая плотность экстракта при длине волны 620 нм. 
                  620 
К -  константа, представляющая собой отношение между оптической плотностью  
при   538 нм 620 нм для чистого дитизона. 
33,3 – коэффициент  пересчета содержания цинка.  
m – масса пробы, взятой для определения, г. 
 
  Количественное определение гликогена 
В  пробирки  наливают    по 0,5 мл  раствора,  содержащего 20 -200 мкг  гликогена 
(испытуемая проба) и 50, 100 и 200 мкг глюкозы (для построения  стандартной кривой). 
Для  контроля  на  реактивы  в  две  пробирки  наливают  по 0,5 мл  воды.  Во  все  пробирки 
приливают  по 5 мл  антронового  реактива.  Добавление  реактива  следует  проводить 
быстро, так, чтобы струя реактива попадала в центр проб. Для этого используют пипетку с 
широким  носиком.  Смесь  немедленно  тщательно  перемешивают  и  помещают  на 10-15 
минут в водяную баню комнатной температуры, а затем  переносят в кипящую водяную 
баню  на 15 мнут.  По  окончании  нагревания  пробирки  быстро  охлаждают    в  проточной 
воде и оставляют в теплом месте на 30 минут. Окрашенные растворы колориметрируют на 
фотоэлектроколориметре    с  красным  фильтром (620 нм)  в  кювете  толщиной 0,5 см. 
Количество  глюкозы  в  испытуемых  пробах  с  гликогеном  рассчитывают  по  стандартной 
кривой,  которую  строят    для  каждой  серии  определений.  Для  пересчета  на  содержание 
гликогена,  полученное  количество  глюкозы  умножают  на 0,9 (молекулярная  масса 
глюкозы в гликогене равна 162,1, глюкозы С6Н12О6 – 180,1; 162,1:180,1 = 0,8999, или 0,9) 
(ГИЛБЕРТ и др., 1967; КОНРАД, 1975).  
 
 Математическое планирование и статистический анализ 
 При  изучении  влияния  факторов  на  рост  и  биосинтез  каротиноидов  дрожжей 
каждый  опыт  проводился  в 3-х  повторностях  и 3-х  параллельных  определениях.  Для 
финального  результата  был  проведен  статистический  анализ  результатов  (ДОСПЕХОВ, 
1985).  
Оптимизация питательной среды для культивирования дрожжей была проведена в 
соответствии  с  математической  матрицей  планирования  эксперимента  (МАКСИМОВ, 
1980). 
 
 
 
 

30 
 
ГЛАВА 3 
СКРИНИНГ ДРОЖЖЕЙ, ОБЛАДАЮЩИХ ПОВЫШЕННОЙ 
СПОСОБНОСТЬЮ К БИОСИНТЕЗУ КАРОТИНОИДНЫХ 
ПИГМЕНТОВ  
 
 Разнообразие  каротиноидных  пигментов,  обладающих  физиологическим  и 
терапевтическим    эффектом,  имеющих  широкую  область  применения,  объясняет  
важность работ по селекции активных продуцентов. Анализ научной литературы позволил 
сделать  вывод,  что  дрожжи  являются  потенциальными  источниками,  обладающими 
высокой  способностью  к  синтезу    каротиноидных  пигментов  (КОЛЬЦОВА, 1984; 
ДЕНИСОВ, 2000). Из  ряда  гемотрофных  микроорганизмов,  как  продуцентов 
каротиноидов,  можно выделить  дрожжи  рода Rhodotorula, Cryptococcus, Rhodosporidium, 
Phaffia, Sporobolomyces (GOODWIN, 1980; CERDA-OLMEDO, 1989; ФЕОФИЛОВА, 1994; 
АВЧИЕВА, 2000). 
          Практически  все  каротиноиды  представляют  собой  или  тетратерпены,  т.е.  С40-
соединения, углеродный скелет которых построен из восьми С5-изопреновых фрагментов, 
или их производные. Основная структура молекулы симметрична и состоит из двух С20-
половин,  примером  такого  соединения  может  служить  ликопин – красный  пигмент 
томатов. Основная структура иногда бывает модифицирована: на одном или обоих концах 
молекулы  может  присутствовать    шестичленное  (или  иногда  пятичленное)  кольцо,  как 
например  у  β-каротина,  который  рассматривается  как  «прародитель»  для  всей  группы 
каротиноидов (Каротинсинтезирующие.., 1980; БЕРРИ,1985;  BRITTON, 1990). 
       Каротиноидные  углеводороды  известны  под  названием  каротинов.  Все  их 
производные  с  кислородсодержащими  функциональными  группами  именуются 
ксантофиллами.  В  каротиноидах  обнаруживается  большинство  обычных    групп, 
например, гидрокси-, метокси-, эпокси-, кето-, альдегидная и карбоксильная группы; при 
этом  соответствующие  группы  могут  быть  этерифицированны  или  гликолизированы.  У 
микроорганизмов  каротиноиды сопровождаются, обычно, бесцветными алифатическими 
полиенами  - фитоином и фитофлюином (ANHILD et. al., 1995; КИРИЛЛОВА и др.,1996). 
       За  последние  десять  лет,  благодаря  интенсивному  и  комплексному  использованию 
новейших  методов  исследования  (газожидкостная  хроматография,  спектроскопия 
поглощения  видимого  света,  количественный  анализ,  спектрофотометрический  анализ, 
рамановская спектроскопия,  линейный и круговой дихроизм), наблюдается значительный 
прогресс  в  химии  каротиноидов,  судить  о  котором  можно  по  следующему  примеру:  в 
1946  г.  было  известно  около 70 каротиноидов,  из  которых  для  30-40 была  установлена 
определенная  структура,  а  в  настоящее  время  число  известных  нам  каротиноидов 
 

31 
 
достигло 500, из  них  досконально  изучено  около 300 (JENSEN, 1970; BANWELL, 1972; 
CAREY, 1978; БРИТТОН, 1986; ФЕОФИЛОВА, 1994). 
       Выделение,  в  последние  годы,  из  природных  источников  большого  числа  
каротиноидов  объясняется  не  только  применением    новых  методов,  но  и  тем,  что  
объектами  исследования  стали  микроорганизмы,  у  которых  были  идентифицированы 
чрезвычайно  интересные  по  химическому  строению  каротиноиды.  Микроорганизмы 
представляют  удобный  объект  исследования,  так  как  обладают  способностью  быстро 
накапливать    на  простых  синтетических  средах  большое  количество  биомассы,  богатой 
этими пигментами (GOODWIN, 1980; BABIEVA, 1991; CHATTOPODHYA, 1997). Особое 
внимание  и  повышенный  интерес    проявляется  к  группе  каротиноидов,  обладающих 
способностью образовывать витамин А (http://www.cnshb.ru/vinntei/index.htm). К их числу 
относятся  α-,  β-,  γ-каротины  и  также  ксантофиллы  (торулародин  и  ликопин),  часто 
встречающиеся  у  микроорганизмов.  Среди  микроорганизмов,  как  потенциальных 
источников  каротиноидных  пигментов,  можно  выделить  дрожжи,  которые  обладают  
рядом  ценных  в  производственном  отношении  свойств:  высокой  способностью  к 
размножению  на  многих  углеродсодержащих  субстратах,  неприхотливостью  к 
минеральному  питанию,  ограниченными  потребностями    в  физиологически  активных 
веществах,  способностью  к  размножению  при  низких  значениях  рН  и,  следовательно, 
высокой 
устойчивостью 
к 
инфицированию 
посторонней 
микрофлорой 
при 
культивировании, а также  крупноклеточной структурой, позволяющей легко отделять их 
от  культуральной  жидкости  (ДЕБАБОВ, 1988; Промышленная  микроб.., 1989; CALO et. 
al., 1995).  
       Несмотря  на  множество  исследований  по  селекции,  проблема  продуцентов 
каротиноидов продолжает до настоящего времени привлекать внимание специалистов. В 
данном  контексте  получение  новых  данных  о  количественной  и  качественной 
характеристике  биосинтеза  каротиноидных  пигментов  у  дрожжей  открывает  новые 
возможности для современной биотехнологии. 
           Исходя из выше изложенного, целью проводимых исследований  является изучение  
качественного  состава  каротиноидов  дрожжей  и  отбор  штаммов,  обладающих 
способностью к повышенному синтезу каротиноидов.  
 
3.1. Продуктивность  и содержание общего количества каротиноидов в 
биомассе дрожжей  рода Rhodotorula 
 
  Известно, что скорость роста и количество продуцируемой биомассы определяется 
физиологическими  особенностями  штамма  и  условиями  культивирования.  Данные 
 


32 
 
параметры 
являются 
основными 
при 
определении 
жизненной 
активности 
микроорганизмов  (БАБЬЕВА, 1971). Исходя  из  выше  сказанного,  перед  нами  была 
поставлена  задача  исследовать  продуктивность,  количественный  и  качественный  состав 
каротиноидов  у 14 штаммов  дрожжей,  принадлежащих  к  роду Rhodotorula и  роду 
Sporobolomyces  из  рабочей  коллекции  лаборатории „Produşi microbieni” Института 
Микробиологии  АНМ  и  хранящиеся  в  Национальной  Коллекции  Непатогенных 
Микроорганизмов. 
Выращивание дрожжей осуществляли на пивном сусле, в условиях периодического 
культивирования в 1-литровых  колбах Эрленмейра на качалке (180 об/мин) в течение 5 
суток при 26ºС, освещении   12-15 тыс эрг/см².  Для инокуляции использовали 3-суточную 
культуру, выращенную на  пивном сусле. В результате исследований было установлено, 
что  способность  пигментных  дрожжей  продуцировать  биомассу  зависит  от  видовой 
принадлежности штамма (рис.3.1). 
 
 
Rhodotorula gracilis-CNMN-YS-III/20-06
9,15
  Rhodotorula gracilis CNMN-YS-II/15
7,32
 Rhodotorula gracilis-CNMN-YS-II/5-05
7,97
Rhodotorula gracilis-CNMN-YSIV/14
8,07
  Rhodotorula gracilis-CNMN-YSV/12
7,49
  Rhodotorula gracilis-CNMN-YS-II/9
5,39
Rhodotorula gracilis-CNMN-YS-II/6
6,06
 Rhodotorula gracilis-CNMN-YS-II/4-04
7,92
  Rhodotorula gracilis CNMN-YS-II/3
9,63
Rhodotorula mucilaginosa-CNMN-YS-10
11,73
  Rhodotorula rubra-CNMN-YS-09
8,87
 
Sporobolomyces paroroseus CNMN-YS-01
9,05
Rhodotorula gracilis-CNMN-YS-03
12,57
 
Rhodotorula gracilis-CNMN-YS-02
8,79
 
г/л с.в.
 
Рисунок  3. 1.  Продуктивность дрожжей рода  Rhodotorula и  рода Sporobolomyces 
 
Согласно  представленным  результатов,  способностью  накапливать  клеточную 
массу в наибольших  количествах обладают штаммы дрожжей Rhodotorula gracilis CNMN-
YS-02, Rhodotorula gracilis CNMN-YS-03,  Rhodotorula mucilaginosa  CNMN-YS-10, 
Sporobolomyces parаroseus CNMN-YS-01,  Rhodotorula rubra CNMN-YS-09 и  Rhodotorula 
gracilis CNMN-YS-I/3, количество  продуцируемой  биомассы  при  этом  варьирует  от 8,79 
до 12,57 г/л  сухих  веществ.  Следует  отметить,  что  большим  потенциалом  к  активному 
росту обладают культуры   Rhodotorula mucilaginosa  CNMN-YS-10 и Rhodotorula gracilis 
 

33 
 
CNMN-YS-03,  которые  накапливают  сухую  биомассу  в  количестве 11,73 и 12,57 г/л, 
соответственно. 
 Параллельно  была  исследована  способность  дрожжей  к  каротинообразованию.  В 
результате  проведенных  экспериментов  установлено,  что  суммарное  количество 
каротиноидов в биомассе варьирует от рода и  вида исследуемых штаммов (рис.3.2). 
 Из  представленных  данных  видно,  что    штаммы  дрожжей Rhodotorula rubra 
CNMN-YS-09  и Rhodotorula mucilaginosa CNMN-YS-10 синтезируют  наименьшее 
количество  каротиноидных  пигментов  (на 1 г  сухой  биомассы 159,52  и 192,62 мкг 
соответственно).   
      
 
422,15
Rhodotorula gracilis-CNMN-YS-III/20-06
406,21
Rhodotorula gracilis CNMN-YS-II/15
 
446,47
Rhodotorula gracilis-CNMN-YS-II/5-05
Rhodotorula gracilis-CNMN-YSIV/14
424,07
 
Rhodotorula gracilis-CNMN-YSV/12
341,40
445,78
 
Rhodotorula gracilis-CNMN-YS-II/9
536,67
Rhodotorula gracilis-CNMN-YS-II/6
 
Rhodotorula gracilis-CNMN-YS-II/4-04
365,48
324,16
Rhodotorula gracilis CNMN-YS-II/3
 
192,62
Rhodotorula mucilaginosa-CNMN-YS-10
159,52
Rhodotorula rubra-CNMN-YS-09
 
278,51
Sporobolomyces paroroseus CNMN-YS-01
703,42
Rhodotorula gracilis-CNMN-YS-03
 
659,26
Rhodotorula gracilis-CNMN-YS-02
0,00
100,00
200,00
 
300,00
400,00
500,00
600,00
700,00
800,00
 
 мкг/г
 
Рисунок 3.2. Содержание каротиноидов в биомассе дрожжей рода  Rhodotorula и рода 
Sporobolomyces 
 Следует отметить, что в результате исследований была установлена самая высокая 
способность  к  каротинообразованию  у  культур Rhodotorula gracilis CNMN-YS-02 и 
Rhodotorula gracilis CNMN-YS-03, которые  на  пивном  сусле (6 Blg) синтезируют  в 
среднем 659,26 и 703,42 мкг/г с.в. соответственно.  
Эти данные свидетельствуют о том, что штаммы пигментных дрожжей, хранящиеся 
в  Национальной  Коллекции  Непатогенных  Микроорганизмов  Академии  Наук  Молдовы, 
не уступают,  а в некоторых случаях и превосходят  по каротинообразующей способности 
другие  известные  штаммы  дрожжей,  о  чем  свидетельствуют  литературные  данные.  Так, 
согласно  исследованиям  Кириллова  Л.М.  и  Зайченко  А.М.,  культура Rhodotorula glutinis 
синтезирует в среднем 700-720,65 мкг/г сухого вещества общего количества каротиноидов 
(КИРИЛЛОВА  и  др., 1996), штамм  дрожжей Phaffia rhodozyma синтезирует,  в  среднем, 
489,52 мкг/г пигментов (ПОДОПРИГОРА, 1996).  
 

34 
 
3.2. Качественный состав каротиноидных пигментов дрожжей рода 
Rhodotorula 
 
Каротиноидные  пигменты  являются  полиенами,  которые  имеют  хромофор, 
представляющий  собой  систему  сопряженных  двойных  связей,  отвечающую  за 
поглощение  видимого  света.  В  большинстве  случаев  в  их  образовании  участвует 
сопряженная  или  ароматическая  π-электронная  система,  в  которой  присутствуют 
добавочные  электрон-донорные  или  электрон-акцепторные  группы.  Разделение  зарядов, 
характерное  для  молекул  этого  типа,  вносит  значительный  вклад  в  общую  резонансную 
структуру,  что  приводит  к  высокой  степени  стабилизации,  особенно  в  возбужденном 
состоянии (Пигменты, 1971; BRITTON et al. 1981; BRITTON, 1990). Природные пигменты 
поглощают видимый свет в видимом диапазоне (380 - 750 нм)  спектра электромагнитного 
излучения.  Поэтому  спектр  поглощения  видимого  света  имеет  по  крайней  мере  один 
максимум  поглощения  при  длине  волны  (λмах ), характерной  для  хромофора  молекулы 
пигмента.  Это  свойство,  а  также  общая  картина  спектра  дают  полную  информацию  о 
молекулярной структуре и обычно используются при первых попытках идентифицировать 
пигмент.  Положение  λмах  сильно  зависит  от  используемого  растворителя,  а  у  некоторых 
групп пигментов и от величины рН ( ФЕОФИЛОВА, 1978; TAMAŞ şi coaut., 1986; CHEN, 
1999). 
 Спектры поглощения света чрезвычайно ценны также для точного, чувствительного 
и  воспроизводимого  качественного  анализа  пигментов.  Интенсивность  полосы 
поглощения  при  какой-либо  длине  волны  регистрируют  экспериментально,  как 
адсорбцию,  экстинкцию,  поглощение  или  оптическую  плотность  раствора.  Она  прямо 
пропорциональна как концентрации пигмента в растворе, так и расстоянию, проходимому 
светом через раствор (законы Ламберта- Бэра) (CAREY, 1978; NEAMŢU, 1983; БРИТТОН, 
1986).  
Исходя  из  того,  что  одним  из  главных  показателей  при  идентификации  и  самой 
важной  характеристикой  пигментов  является  его  спектр  адсорбции,  был  изучен 
качественный  состав  каротиноидного  комплекса  биомассы  дрожжей  рода Rhodotorula и 
Sporobolomyces. 
 В  результате  спектрофотометрического  анализа  каротиноидных  пигментов  
дрожжей  были  получены  спектральные  кривые,  которые  служили  основой  для  их 
идентификации,  согласно  общепринятым  методам (TĂMAŞ  ş.a., 1986; БРИТТОН, 1986; 
ТЕРЕШИНА, 1994). 
Как  показали  исследования,  штаммы  дрожжей,  относящиеся  к  роду Rhodotorula и  
роду Sporobolomyces, синтезируют  пигмент  с  характерной  оранжевой  окраской.  Путем 
 

35 
 
использования метода спектрофотомерии, была получена спектральная кривая изучаемого 
каротиноида, максимальное поглощение которого, как видно на  рисунке 3.3.-3.9 (кривая 
1)  приходится  на    λмах  = 450 нм,  что  соответствует,  согласно  литературным  данным,  β-
каротину (TĂMAŞ ş. a., 1986). 
Штаммам  дрожжей Rhodotorula gracilis CNMN-YS-02 (рис.3.3 (а)), Rhodotorula 
gracilis CNMN-YS-03 (рис.3.8 (б)), Rhodotorula gracilis CNMN-YS-I/3 (рис.3.3 (б)),  
Rhodotorula gracilis CNMN-YS-I/4-04 (рис.3.5(б)), Rhodotorula gracilis CNMN-YS-V/12 
(рис. 3.6(б)),  Rhodotorula gracilis CNMN-YS-IV/14 (рис. 3.7(а)),  Rhodotorula gracilis 
CNMN-YS-II/5-05 (рис.3.6(а)), Sporobolomyces parаroseus CNMN-YS-01 (рис. 3.8(а))  и 
Rhodotorula mucilаginosa CNMN-YS-10 (рис.3.9 (а))  свойственна  способность  к  синтезу 
пигмента желтого цвета. Исследование пигмента в видимом диапазоне волн показало, что 
максимум его поглощения сдвигается в более длинноволновую область, по сравнению со 
спектром  β-каротина,  и  составляет 462 нм  (кривая 2). Полученные  результаты 
свидетельствуют о том, что данный пигмент является γ-каротином. 
Спектр  поглощения  света  каротиноида  с  характерным  ярко-розовым  цветом,  как 
показали исследования, присущ всем видам исследуемых штаммов дрожжей (рис.3.3-3.9, 
кривая 3). Полученные  спектральные  кривые  имели  четко  выраженный  максимум 
поглощения  света  в  видимом  диапазоне  при  λмах  = 480 нм,  соответствующий  торулину– 
(3’, 4’-дегидро – γ-каротин),  молекула  которого  содержит  одно  кольцо  β-ионона,  одно 
дегидро-γ-ионное  и 13 сопряженных  двойных  связей  и,  согласно  литературе,  обладает 
только  лишь  наполовину  А-провитаминной  активностью ( Каротинсинтезирующие.., 
1980; BRITTON, 1990).  
0,4
0,25
0,35
0,2
0,3
0,25
0,15
0,2
, %
Д

 ,%
Д

0,15
0,1
0,1
0,05
0,05
0
350
370
390
410
430
450
460
470
480
490
510
530
0
350
370
390
410
430
450
460
470
480
490
510
530
длина волны, нм
длина волны, нм
1
2
3
4
5
1
2
3
5
              
 
            
а)                                                                              б) 
(1-β-каротин;  2- γ-каротин;  3-торулин;  4-пигмент  Х; 5-торулародин) 
Рисунок 3.3. Спектральные характеристики каротиноидных пигментов дрожжей 
Rhodotorula gracilis – CNMN-YS-02 (а) и  Rhodotorula gracilis – CNMN-YS-I/3 (б) 
 

36 
 
0,16
0,6
0,14
0,12
0,1
0,4
, % 0,08
,%
Д
Д
0,06
0,2
0,04
0,02
0
0
350
370
390
410
430
450
470
490
510
530
350
370
390
410
430
450
470
480
490
510
530
длина волны, нм
длина волны, нм
1
2
5
1
3
5
              
 
а)                                                                                б) 
(1-β-каротин;  2- γ-каротин;  3-торулин; 5-торулародин) 
Рисунок 3.4. Cпектральные характеристики каротиноидных пигментов дрожжей 
Rhodotorula gracilis CNMN-YS-II/6 (а) и Rhodotorula gracilis CNMN-YS-II/9 (б) 
 
0,8
0,25
0,7
0,2
0,6
0,5
0,15
, %
, %
0,4
Д
Д
0,1
0,3
0,2
0,05
0,1
0
0
350
370
390
410
430
450
460
470
480
490
510
530
350
370
390
410
430
450
470
480
490
510
530
длина волны, нм
длина волны, нм
1
3
5
1
2
3
5
               
 
              
         а)                                                                              б) 
(1-β-каротин;  2- γ-каротин;  3-торулин; 5-торулародин) 
Рисунок 3.5. Cпектральные характеристики каротиноидных пигментов дрожжей 
Rhodotorula gracilis CNMN-YS-III/20 (а) и Rhodotorula gracilis CNMN-YS-II/4 -04 (б) 
 
0,3
0,35
0,3
0,25
0,25
0,2
0,2
, %
0,15
Д
,%
Д

0,15
0,1
0,1
0,05
0,05
0
350
370
390
410
430
450
470
490
510
530
0
350
370
390
410
430
450
460
470
480
490
510
530
длина волны, нм
длина волны. нм
1
2
3
5
1
2
3
5
        
 
а)                                                                              б) 
(1-β-каротин;  2- γ-каротин;  3-торулин; 5-торулародин) 
Рисунок 3.6. Cпектральные характеристики каротиноидных пигментов дрожжей 
Rhodotorula gracilis CNMN-YS-II/5-05 (а) и Rhodotorula gracilis CNMN-YS-V/12 (б) 
 

37 
 
0,5
0,5
0,45
0,45
0,4
0,4
0,35
0,35
0,3
0,3
0,25
0,25
0,2
0,2
0,15
0,15
0,1
0,1
0,05
0,05
0
0
350
370
390
410
430
450
460
470
480
490
510
530
350
370
390
410
430
450
470
490
510
530
1
2
3
5
1
2
3
5
                    
 
                      а)                                                                              б) 
(1-β-каротин;  2- γ-каротин;  3-торулин;  5-торулародин) 
Рисунок 3.7. Cпектральные характеристики каротиноидных пигментов дрожжей 
Rhodotorula gracilis  CNMN-YS-IV/14 (а) и Rhodotorula gracilis  CNMN-YS-IV/15 (б) 
 
0,8
1,4
0,7
1,2
0,6
1
0,5
0,8
, % 0,4
Д
0,6
0,3
0,2
0,4
0,1
0,2
0
0
350
370
390
410
430
450
460
470
480
490
510
530
350 370 390 410 430 450 470 490 510 530
длина волны, нм
1
2
3
4
5
1
2
3
4
5
       
 
  а)                                                                              б) 
(1-β-каротин;  2- γ-каротин;  3-торулин;  4-пигмент  Х; 5-торулародин) 
Рисунок 3.8. Cпектральные характеристики каротиноидных пигментов дрожжей 
Sporobolomyces pararoseus CNMN-YS-01 (а) и Rhodotorula gracilis CNMN-YS-03 (б) 
0,25
0,35
0,3
0,2
0,25
0,15
0,2
 %
Д

, %
Д

0,1
0,15
0,1
0,05
0,05
0
0
350
370
390
410
430
450
460
470
480
490
510
530
350
370
390
410
430
450
470
480
490
510
530
длина волны, нм
длина волны, нм
1
2
3
5
1
3
5
 
 
а)                                                                              б) 
(1-β-каротин;  2- γ-каротин;  3-торулин; 5-торулародин) 
 
Рисунок 3.9.  Спектральные  характеристики каротиноидных пигментов дрожжей 
Rhodotorula mucilаginosa CNMN-YS-10 (а) и Rhodotorula rubra CNMN-YS-09 (б) 
 

38 
 
Следует отметить, что только культуры дрожжей Rhodotorula gracilis CNMN-YS-02 
(рис. 3.3 (а)), Rhodotorula gracilis CNMN-YS-03 (рис.3.8 (б))  и  Rhodotorula mucilаginosa-
CNMN-YS-10 (рис. 3.9 (а))  из  исследуемых  нами  штаммов  обладают  способностью  к 
биосинтезу  пигмента  кирпичного  цвета.  На  основании  спектрофотометрического 
исследования была получена спектральная кривая пигмента в диапазоне волн от 350 до750 
нм.  Анализ  спектра  поглощения  света  показал,  что  данный  каротиноид  максимально 
поглощает  свет  в  диапазоне  волн  от 450 до 470 нм.  Отсутствие  четкого  пика 
каротиноидного  спектра  не  позволило  идентифицировать  пигмент,  вследствие  чего  он 
был назван пигментом Х (кривая 4).  
 Типичным  для  всех  изучаемых  штаммов  каротинсинтезирующих  дрожжей 
(рис.3.3-3.9),  согласно  проведенным  исследованиям,  является  каротиноид  суриково-
красного  цвета.  При  определении  спектра  поглощения  света  данного  каротиноида  был 
зафиксирован    максимум,  который  приходится  на 507нм,  что  соответствует,  согласно 
литературным данным, торулародину (3’4’ – дегидро – β, ψ – каротин – 16’ – карбоновая 
кислота) (кривая 5) (TAMAŞ, NEAMŢU, 1986). 
 
 Для  определения  содержания  каротиноидов  в  природных  объектах  метод 
колоночной  хроматографии  имеет  существенный  недостаток:  в  процессе  определения 
каротиноидов  происходит  частичное    окисление    полиенов  при  снятии    с  поверхности 
хроматограммы  тонкого  слоя  сорбента  и  элюации  с  него  каротиноидов.  Поэтому 
целесообразным  представляется  количественный  анализ  содержания  каротиноидов, 
характерных для всех видов дрожжей Rhodotorula  и Sporobolomyces (β-каротин, торулин  
и торулародин) в их смесях спектрофотометрическим способом.  
 
В  результате  определения  содержания  каротиноидов  в  биомассе  дрожжей  (табл. 
3.1)  было  установлено,  что  β-каротин - главный  пигмент  дрожжей,  в  наибольших 
количествах  синтезируется  дрожжами Rhodotorula gracilis-CNMN-YS-03 и Rhodotorula 
gracilis-CNMN-YS-II/9.  Количество  каротиноида  в  клеточной  массе  при  этом  составило  
237,03 и 162,56 мкг/г с.в. соответственно.  
 
Анализ данных, представленных в таблице 3.1 показал, что содержание торулина у 
штаммов  дрожжей Rhodotorula gracilis CNMN-YS-02 и Rhodotorula gracilis-CNMN-YS-03 
составляет 247,22 и 226,98 мкг/г  сухих  веществ  соответственно.  Эти  же  культуры 
синтезируют  в  самых  больших  количествах  и  торулародин (252,32 и 239,41 мкг/г  с.в. 
соответственно). 
Таким  образом,  в  результате  проведенных  исследований  была  получена  полная 
информация  о  способности  дрожжей  рода Rhodotorula и Sporobolomyces из  рабочей 
коллекции  лаборатории «Produşi microbieni» и  Национальной  Коллекции  Непатогенных 
 

39 
 
Микроорганизмов продуцировать биомассу с повышенным содержанием таких основных 
каротиноидных пигментов,  как β-каротин, γ-каротин, торулин и торулародин.   
 
Таблица 3.1 
Содержание каротиноидных пигментов в дрожжах рода Rhodotorula и 
Sporobolomyces 
 
Культуры  дрожжей 
β-каротин, 
Торулин, 
Торулародин, 
мкг/г с.в. 
мкг/г с.в. 
мкг/г с.в. 
Rhodotorula gracilis CNMN-YS-02 
158,82±5,15 247,22±0,88  253,22±1,54 
Rhodotorula gracilis CNMN-YS-03 
237,03±1,59 226,98±2,14  239,41±0,58 
Rhodotorula rubra CNMN-YS-09 
52,52±1,85 43,64±0,76  63,36±1,06 
Rhodotorula mucilаginosa CNMN-YS-10 
64,27±0,56 59,69±0,77  68,66±0,78 
Rhodotorula gracilis CNMN-YS-I/3 
107,79±1,23 108,39±1,07  107,97±1,16 
Rhodotorula gracilis CNMN-YS-I/4-04 
74,69±1,17 139,00±0,62  151,79±1,45 
Rhodotorula gracilis CNMN-YS-II/6 
121,57±1,48 216,69±2,28  198,41±0,87 
Rhodotorula gracilis CNMN-YS-II/9 
162,56±1,34 139,54±0,51  143,68±1,21 
Rhodotorula gracilis CNMN-YS - II/15 
126,39±2,09 152,06±1,08  127,75±1,22 
Rhodotorula gracilis  CNMN-YS-V/12 
113,74±0,86 108,55±0,84  119,11±0,62 
Rhodotorula gracilis  CNMN-YS-IV/14 
113,18±1,46 149,55±0,60  161,35±0,50 
Rhodotorula gracilis CNMN-YS-II/5-05 
147,09±1,93 146,49±0,43  152,89±0,72 
Rhodotorula gracilis CNMN-YS-III/20-06 
130,96±1,95 136,71±1,77  154,49±0,42 
Sporobolomyces pararoseus CNMN-YS-01  114,987±1,23 82,478±0,87  81,046±0,59 
 
Изучение качественного состава каротиноидного комплекса  дрожжей показало, что  
изучаемым  штаммам  дрожжей,  в  зависимости  от  их  видовой  принадлежности, 
свойственна  способность  к  биосинтезу  цветных  каротиноидов - β-каротина,  γ-каротина, 
торулина, торулародина и пигмента Х.  Характерным для всех штаммов является наличие 
в каротиноидном комплексе пигментов  β-каротина, торулина и торулародина. 
 
Для дальнейших исследований по изучению направленного синтеза каротиноидов 
выбран  штамм Rhodotorula gracilis-CNMN-YS-03, характеризующийся  высокой 
способностью  к  продуцированию  биомассы (12,57 г/л с.в.)  и  синтезом  каротиноидов  (до 
703,42 мкг/г с.в.), который позволяет получить как β- каротин, торулин, торулародин, так 
и γ-каротин и пигмент Х. 
 
 

40 
ГЛАВА 4 
ВЛИЯНИЕ НЕТРАДИЦИОННЫХ ИСТОЧНИКОВ ПИТАНИЯ, 
ПРЕДШЕСТВЕННИКОВ, ИНДУКТОРОВ И МЕТАЛЛОКОМПЛЕКСОВ 
НА ПРОДУКТИВНОСТЬ И БИОСИНТЕЗ КАРОТИНОИДОВ У 
ДРОЖЖЕЙ  
 
В  соответствии  с  комплексом  требований,  предъявляемых  к  микроорганизмам- 
продуцентам,  таких  как  высокая  скорость  роста,  легкая  осаждаемость,  эффективность 
утилизации  источников  энергии,  потенциальным  источником  биологически  активных 
веществ,  как  показал  анализ  литературы,  являются  дрожжи  (ДЕБАБОВ, 1988; ANGHEL, 
1991; АВЧИЕВА,2001). В практике уже используется способность микроорганизмов менять 
свой  обмен  веществ  под  влиянием    различных  факторов  среды  (температура, рН,  аэрация). 
На  направленность  метаболических  процессов  особое  влияние  оказывают  различные 
источники  питания  и  энергии,  а  также  введение  в  питательную  среду  различных 
предшественников  биосинтеза,  незаменимых  химических  элементов,  витаминов  и 
стимуляторов (RUDIC ş. a., 2001; АВЧИЕВ и др., 2004).  
Синтез  полезных  для  человека  продуктов  часто  является  вынужденным  для 
микроорганизма. В природе эти способности могут не требоваться для роста и выживания. 
Знание  физиологии,  биохимии  и  генетики  продуцента  помогает  управлять  желаемым 
биосинтезом и вынуждать микроорганизмы вести этот процесс в необходимом направлении 
(CANIZARES-VILLANUEVA et al., 1989; РУДИК, 1990; Микробная биотех.., 2000).  
Для  каждого  направленного  процесса  микроорганизм  должен  быть  приведен  в 
соответствующее  физиологическое  состояние.  Это  значит,  что  его  энергетические  и 
конструктивные  процессы  должны  быть  настроены  определенным  образом.  Подбираются 
оптимальные  условия,  как  для  роста,  так  и  для    биосинтеза  продукта.  Найдя  приемлемые 
условия  методами  физиологии,  можно  далее  улучшить  процесс,  зная  биохимические  пути 
биосинтеза продукта. (ФЕОФИЛОВА, 1974; БРИТТОН, 1986; BRAMLEY et. al., 1992). 
 Живые  микроорганизмы  подобны  кибернетическим  машинам,  направленных  на 
создание    условий  внутри  их  самих,  необходимых  для  того,  чтобы  жизненные  процессы 
могли  безостановочно  протекать,  и  чтобы  шло  самовоспроизведение  живой  системы. 
Микроорганизмы  обладают  совершенными  механизмами  для  постройки  метаболизма  в 
запрограммированном  направлении  к  росту  и  увеличению  биомассы  без  существенных  
изменений свойств. Если же условия не подходят для роста, то микроорганизмы обладают в 
высшей  степени  развитой  способностью  для  ведения  тех  синтезов,  которые  допускают  
условия  среды.  Эти  синтезы  могут  быть  совершено  не  связанными  с  ростом  и  являться 
 

41 
вторичным  метаболизмом (BARNETT et. al., 1983; Промышленная  микробиол..,1989; 
ЗАЛАШКО, 1991; ВАСИЛЬЧЕНКО, 1994). 
В  зависимости  от  условий  среды,  изменяются  метаболические  процессы  в  клетке.  На 
состояние клеток исключительно влияет химический состав среды и особенно концентрации 
питательных  веществ,  находящихся  в  относительном  минимуме (RUDIC şi alt., 200; QIU 
HONG – DUON et. al., 2001). Условия  для  многих  синтезов,  то  есть  физиологическое 
состояние  для  их  протекания  можно  предсказывать  на  основании  выявленных 
закономерностей,  оптимизацией  микробиологических  процессов,  состоящей  из  следующих 
этапов: 1) изучение  динамики  роста,  биосинтеза  продуктов,  потребления  субстратов  в 
периодических  культурах; 2) выявление  лимитирующего  рост  фактора  среды,  недостаток 
которого  депрессирует  сверхсинтез  целевого  продукта; 3) подбор  синтетической  среды, 
обеспечивающей  рост  биомассы  и  последующий  биосинтез    продукта,  каждый  компонент 
продукта которого физиологически обоснован; 4) подбор практически доступной среды, на 
которой сверхсинтез экономичен (РАБОТНОВА, 1986; SANDMAN, 2001).  
Знание  зависимости  между  конкретными  условиями  среды  с  теми  или  иными 
сторонами  жизнедеятельности  клеток  микроорганизмов  позволяет  регулировать  рост, 
развитие  и  биосинтез  необходимых  веществ.  Отсюда,  поддерживая  необходимые  условия,  
можно в известной мере управлять ходом ферментативных процессов, накапливать биомассу 
и  отдельные  продукты  метаболизма  с  заданными  свойствами (FANG et. al., 1996; 
ДЕНИСЕНКО, 2000). 
В  современной  биотехнологии  придается  большое  значение  управляемому  синтезу 
биологически  активных  веществ  микроорганизмами  (БЕРКЕР, 1990). В  настоящее  время 
научные  исследования,  направленные  на  изучение  условий  управляемого  синтеза 
биологически  активных  веществ  дрожжами,  являются  актуальными  и  перспективными. 
Очевидна  целесообразность  поиска  таких  добавок  к  питательным  средам,  которые  при 
производственном  культивировании  дрожжей  увеличили  бы  выход  биомассы  и  продуктов 
метаболизма одновременно. 
Исходя  из  вышеизложенного,  перед  нами  была  поставлена  задача  изучить 
эффективность  использования  нетрадиционных  источников  питания,  индукторов, 
предшественников 
и 
координационных 
соединений 
некоторых 
металлов 
([Fe2NiO(CCl3COO)6(CH3OH)3] и [Fe2Mn(CCl3COO)6(CH3OH)3]) для оптимизации питательных 
сред  и  разработка  эффективных  способов  направленного  синтеза  β-каротина,  торулина  и 
торулародина у дрожжей. 
 
 

42 
4.1. Влияние нетрадиционных источников питания на продуктивность 
и биосинтез каротиноидов дрожжами Rhodotorula gracilis CNMN - YS-03 
 
Одним  из  главных  факторов  для  активной  жизнедеятельности  дрожжей  является 
присутствие  в  питательной  среде  доступных  источников  энергии,  которыми  являются 
углеводы. Выяснение первых метаболических путей (ферментации глюкозы в этанол и СО2), 
проделанных  дрожжами,  согласно  литературным  данным,  являлось  моделью  для  всех 
последующих  исследований  промежуточного  метаболизма  живых  организмов  (МЕЦЛЕР, 
1986; ДЕБАБОВ,1988; CHEN et.al., 1999).  
 Известно, что ферментативное использование источников углерода дрожжами является  
их  общей  характеристикой.  Все  дрожжи  способны  к  ферментации  глюкозы,  при  этом 
интенсивность  ферментации  пропорциональна  числу  клеток  и  их  физиологическому 
возрасту.  Наличие  витаминов  в  среде  культивирования  дрожжей  также  влияет  на  ход 
ферментации (IACOB, 1991). 
По  данным  литературы,  наибольшая  часть  стоимости  производства  биомассы 
приходится  на  сырье.  Поиск  эффективных  дешевых  источников  сырья,  с  одной  стороны,  и 
эффективных  путей  утилизации  отходов  различных  производств,  с  другой  стороны, 
определяет  целесообразность  использования  этих  отходов  и  вторичных  продуктов,  как 
источников энергии и вещества для получения биомассы и каротиноидов (БАЛХАНТ и др., 
1991; BARRETO, 2002). 
Следует  отметить  важность  изучения  возможности  использования  отходов  пищевой 
промышленности, богатых источниками углерода и, в свою очередь, создание экономных и 
эффективных  питательных  сред  для  культивирования  дрожжей  рода Rhodotorula – 
потенциальных источников каротиноидов. 
Поэтому  в  наших  исследованиях,  в  качестве  нетрадиционных  источников  питания, 
были использованы экстракты виноградных, яблочных и томатных выжимок, являющиеся в 
Молдове вторичным сырьем агропромышленного комплекса. 
 
Согласно  литературным  данным  и  нашим  исследованиям,  количество  сахаров  в 
экстрактах  варьирует  от 10 до 43 мг/мл.  Самое  высокое  содержание  сахаров – 43 мг/мл 
содержится в виноградном экстракте, в томатном экстракте - 10 мг/мл  и яблочном экстракте 
– 33 мг/мл.  Помимо  сахаров,  экстракты  растительных  шротов,  согласно  литературным 
данным, богаты витаминами РР и Е. Так, в яблочных отходах содержатся витамины группы 
РР  (до 1,6%) и  витамины  Е (50 мг%);  в  виноградных  выжимках  витамина  РР (3 мг%)  и 
 

43 
витамин Е (40 мг%). В томатных выжимках содержится витамина Е 89 мг%, каротиноидных 
пигментов – 18,5 мг% (ЩЕРБАКОВ, 1991). 
 
В исследованиях за основу была взята питательная среда MZ-30, следующего состава 
(г/л):  глицерин – 20.0;  меласса – 20.0; KH2PO4 – 1.0; NaCl – 0.5, MgSO4•7H2O-0,5; CaCl2 – 
1.0; Fe2SО4•7H2O- 0, 00003 (следы); экстракт растительных шротов до 1 л; рН  5,5.  Инокулят 
дрожжей  рода Rhodotorula вводился  в  среду  культивирования  в  количестве 3-5%. 
Культивирование проводилось при температуре  +25-27ºC на качалке 180-200 об/мин, рН – 
5,5-6,5, освещение 12-15 тыс. эрг/см2. 
 
Первоначальной  задачей  было  выяснение  влияния  присутствующих  в  составе  среды 
культивирования  экстрактов  растительных  выжимок  на  продуктивность  и  процесс 
каротинообразования штамма дрожжей Rhodotorula gracilis CNMN-YS -03.  
            Результаты проведенных исследований показали, что процесс аккумуляции клеточной 
массы  дрожжей  зависит  от  вида  экстракта,  присутствующего  в  среде  культивирования 
дрожжей (табл. 4.1). 
Таблица 4.1 
Влияние нетрадиционных источников питания на продуктивность и содержание 
каротиноидов у дрожжей Rhodotorula gracilis CNMN-YS -03 
Продуктивность  
Содержание каротиноидов 
 
Варианты 
питательных сред 
г/л с.в. 
мкг/ г с.в. 
мкг/л  
% К 
% К 
% К 
Х1±Х2 
Х1±Х2 
Х1±Х2 
MZ 30+экстракт 
виноградных 
11,13±0,22 145,47  684,99±12,71  155,29  7624,22±73,93  225,97 
выжимок 
MZ-30+экстракт 
томатных 
15,63±0,11 204,27 624,14±4,47 141,49 9755,31±68,25 289,09 
выжимок 
MZ-30+экстракт 
яблочных 
12,34±0,36 161,27  549,45±17,72  124,56  6780,28±60,85  200,93 
выжимок 
MZ-30  
7,65±0,29 100,00 441,12±11,88 100,00 3374,56±186,60 100,00 
 (К) 
 

44 
      Данные,  представленные  в  таблице,  свидетельствуют  о  том,  что  рост  дрожжей 
происходит  активно  на  всех  исследуемых  вариантах  сред,  количество  биомассы  при  этом 
увеличивается  по  сравнению  с  контролем  на 45 - 104%. Отметим,  что  культивирование 
штамма  Rhodotorula gracilis CNMN-YS - 03 на  питательных  средах,  содержащих  экстракт 
яблочных  и  томатных  выжимок,  способствует  увеличению  выхода  клеточной  массы 
дрожжей до 12,34 и 15,63 г/л соответственно, что на 64,27 и 104,27% больше контрольного 
значения.  Наибольшая  продуктивность  биомассы,  согласно  представленным  результатам, 
отмечена при добавлении к питательной среде экстракта томатных выжимок (15,63 г/л).  
Изучение  влияния  экстрактов  растительных  шротов  на  процесс  каротиногенеза 
дрожжей  показало,  что  присутствие  последних  в  питательной  среде  оказывает 
положительное  действие  на  накопление  пигментов  в  биомассе.  Так,  добавление  в  среду 
экстракта виноградных выжимок позволило увеличить количество каротиноидов в биомассе 
на 55,29 %, что  составляет  684,99  мкг/г  сухих  веществ.  Следует  отметить,  что  процесс 
пигментообразования дрожжами усиливался и при внесении в питательную среду экстракта 
томатных  и  яблочных  выжимок - на 41,49 и 24,56 %, соответственно,  по  сравнению  с 
контролем.  Было выявлено, что при культивировании штамма дрожжей Rhodotorula gracilis 
CNMN-YS - 03 на питательной среде, содержащей экстракт томатных выжимок,  количество 
пигментов доходит до 9755,31 мкг/л, что в 2,8 раза больше контрольного значения.  
Стимулирующий эффект экстракта томатных выжимок объясним, вероятно, не только 
содержанием  сахаров,  которые  являются  дополнительным  источником  энергии, 
необходимой  для  активной  жизнедеятельности    дрожжей,  но  и  наличием  в  его  составе 
микроэлементов и витаминов.  
 Характер влияния экстрактов растительных шротов на качественный состав пигментов 
дрожжей  имеет  ряд  особенностей.  На  рисунке 4.1 представлены  результаты    изучения 
влияния  экстрактов  растительных  шротов  на  биосинтез  β–каротина,  торулина  и 
торулародина.  
Так, согласно результатам, представленным на рисунке 4.1(а), видно, что биосинтез  β – 
каротина дрожжами Rhodotorula gracilis CNMN-YS-03 активизируется при культивировании 
на  питательных  средах,  содержащих  любой  из  исследуемых  экстрактов  растительных 
шротов. Содержание β – каротина в клетках дрожжей при этом увеличивается на 21 - 27% по 
сравнению  с  контролем.  Следует  отметить,  что  максимальный  стимулирующий  эффект 
достигается при культивировании пигментных дрожжей на питательной среде с экстрактом 
томатных  выжимок:  количество  β – каротина  составляет  в  данном  варианте  опыта 224,14 
мкг/г с.в., или на 27 % больше по сравнению с контролем.  
 

45 
β-каротин
торулин
186,63; 
315,69; 
217,23; 33%
26%
214,07; 33%
43%
229,32; 
224,14; 34%
31%
 экстракт виноградных выжимок
 экстракт виноградных выжимок
экстракт томатных выжимок
экстракт томатных выжимок
экстракт яблочных выжимок
экстракт яблочных выжимок
  
 
                             а)                                                                                    б) 
торулародин
141,97; 31%
150,97; 33%
163,97; 36%
 экстракт виноградных выжимок
экстракт томатных выжимок
экстракт яблочных выжимок

                                                  
в) 
Рисунок 4.1. Влияние нетрадиционных источников питания на содержание  β-каротина 
(а),  торулина (б) и торулародина (в)  в  биомассе дрожжей 
 
Rhodotorula gracilis CNMN-YS-03 
 
 
Анализ  влияния  экстрактов  растительных  шротов  на  биосинтез  одного  из 
представителей красной группы пигментов – торулина (3’, 4’-дегидро – γ-каротин) показал, 
что данный процесс также зависит от вида экстракта добавляемого в питательную среду для 
выращивания  дрожжей.  Как  видно  на  рисунке  4.1 (б),  внесение  экстракта  яблочных 
выжимок  способствует  увеличению  количества  торулина  в  клетках  дрожжей  на 20%, 
экстракта  томатных  выжимок - на 47 %, по  отношению  к  контролю,  а  наличие  в  среде 
 

46 
экстракта  виноградных  выжимок - увеличению  выхода  данного  пигмента  из 1 г  сухой 
биомассы на 102%, что составляет 315,69 мкг/г сухих веществ.  
 Биосинтез  торулародина,  согласно  результатам  проведенных  исследований,  
происходил  активно    на  всех  питательных  средах,  в  состав  которых  входили  экстракты 
растительных шротов. Однако, наилучшие результаты были получены при культивировании  
штамма  дрожжей Rhodotorula gracilis CNMN-YS–03 на  питательной  среде  с  экстрактом 
томатных выжимок: выход торулародина  увеличивался на 49% и составил 163,97 мкг/ г с.в. 
(рис. 4.1 (в)). 
Таким образом, проведенные исследования показали, что отходы агропромышленного 
производства - экстракты  яблочных,  виноградных  и  томатных  выжимок - представляют 
практический  интерес,  как  дополнительные  компоненты  питательных  сред  для 
культивирования  пигментных  дрожжей.  Использование  экстракта  томатных  выжимок  в 
качестве  компонента  питательных  сред  для  выращивания  пигментных  дрожжей  позволяет 
увеличить выход биомассы и каротиноидов в 2,5 раза.  
 
4.2. Влияние предшественников на продуктивность и биосинтез 
каротиноидов дрожжами Rhodotorula gracilis CNMN-YS -03 
 
В  современной  биотехнологии  очевидна  целесообразность  поиска  таких  добавок  к 
питательным средам, которые позволят одновременно регулировать рост и синтез отдельных 
компонентов  клетки  дрожжей.  Зная  биохимические  пути  биосинтеза    того  или  иного 
продукта,  можно  значительно  улучшить  процесс  биосинтеза  путем  добавления  в 
питательную  среду  для  выращивания  микроорганизмов  предшественников  получаемого 
продукта, ингибиторов или стимуляторов отдельных звеньев данного процесса ( БИРЮКОВ, 
1985; ФЕОФИЛОВА, 1994). 
Согласно современным представлениям, биосинтез каротиноидов может быть разбит 
на  несколько  стадий:  образование  С  – промежуточного  продукта  геранилпирофосфата; 
20
образование  фитоина – первого  С  – каротина;  ряд  реакций  десатурации;  циклизация    и 
40
связанные с ней  реакции с участием двойной связи  С -1,2; окончательные модификации. В 
процессе синтеза каротиноидов первым общим предшественником для всех видов каротинов 
является  ацетат  в  виде  ацетил – КоА,  который  в  процессе  биосинтеза  подвергается 
восстановлению  в    две  стадии  до  мевалоновой  кислоты  (ФЕОФИЛОВА, 1980; БРИТТОН, 
1986; ЕГОРОВ, 1989; GIL–HWAN et al., 1990; CHEN et al., 1999).  
 

47 
Важную  роль  в  процессе  биосинтеза  каротиноидов    играют  органические  кислоты, 
входящие  в  состав  трикарбонового  цикла,  к  которым  относятся  трикарбоновые  кислоты – 
лимонная,  цисаконитовая,  изолимонная,  щавелевоянтарная  и  дикарбоновые  кислоты - 
яблочная,  янтарная,  кетоглутаровая,  фумаровая  и  щавелевоуксусная  (КОРОЛЕВА, 1979; 
МЕЦЛЕР, 1986; МЕЛЬНИКОВ  и  др., 1997). Согласно  литературным  данным,  для 
обеспечения клеток максимальным  количеством энергии необходимо, чтобы отщепляемые 
от  жирных  кислот  ацетильные  остатки,  содержащие  два    атома  углерода,  были  полностью 
окислены до двуокиси углерода. Химическое окисление ацетильной группы осуществляется 
циклом  трикаброновых  кислот  (циклом  лимонной  кислоты) (МЕЦЛЕР, 1988). Цикл 
трикарбоновых  кислот,  являясь  одним  из  наиболее  важных  циклов  аэробных  организмов 
(бактерий,  простейших,  грибов,  растений  и  человека),  представляет  собой  типичный 
каталитический  цикл,  с  которым  всегда  ассоциирован  метаболический  путь, 
обеспечивающий  синтез  регенерирующего  субстрата.  Субстратом  является  и  уксусная 
кислота,  которая  в  активной  форме,  т.е.  в  виде  ацетилкофермента  А  (ацетил – СоА), 
участвует  в  конденсации  с  щавелевоуксусной  кислотой,  приводящей  к  образованию 
лимонной кислоты. Именно ацетильный остаток, вошедший в структуру лимонной кислоты, 
подвергается  окислению;  атомы  углерода  окисляются  до  СО2,  атомы  водорода  частично 
акцептируются коферментами дегидрогеназ, частично в протонированной форме переходят в 
раствор,  т.е.  в  окружающую  среду.  Используемый  при  этом  метаболический  путь  
обеспечивает  механизм биосинтеза любых необходимых количеств любого промежуточного 
продукта,  образующегося  в  ходе  цикла.  Клетки  получают  из  цикла  трикарбоновых  кислот 
значительные  количества    оксалоацетата,  α-кетоглутарата  и  сукцинил  СоА,  используя  для 
синтеза  других  клеточных    компонентов.  Таким  образом,  метаболический  путь  синтеза 
регенерирующего  субстрата  и  некоторые  из  ферментов  цикла  используются  для 
формирования путей биосинтеза тех или иных компонентов клетки (МЕЦЛЕР, 1980; PILAR 
et. al., 1995). 
 
 Исходя  из  того,  что  вопрос  о  влиянии  различных  добавок  на  рост  и 
каротинообразование дрожжей представляется весьма важным как в теоретическом, так и в 
практическом  отношении,  несомненный  интерес  представляет  изучение  влияния  таких 
предшественников, как ацетат натрия, ацетат цинка и лимонная кислота, на количественный 
и качественный состав каротиноидов дрожжей Rhodotorula gracilis – CNMN-YS – 03.  
 
Первоначальной  задачей  было  выяснение  степени  аккумуляции  клеточной  массы  
дрожжей,  выращенных  на  питательной  среде    MZ-30  с  добавлением  предшественников  в 
 

48 
различных  концентрациях:  ацетат  натрия (NaCH3COO)-1,0; 3,0; 5,0 г/л,  лимонная  кислота 
(С6Н8О7)-1,0; 3,0; 5,0 г/л и ацетат цинка  (Zn(CH3COO)2 4Н2О)-0,005; 0,010; 0,015 г/л.  
В  результате  исследований  было  установлено,  что  продуктивность  дрожжей  зависит 
от  того,  какой  предшественник  и  в  каком  количестве  добавлен  в  основную  среду 
культивирования - MZ-30 (табл. 4.2). 
Таблица 4.2 
Влияние предшественников на продуктивность и содержание 
каротиноидов у  дрожжей  Rhodotorula gracilis – CNMN-YS – 03 
 
Продуктивность  
Каротиноиды 
    
ция
 
г/л с.в. 
мкг/г с.в. 
мкг/л 

г
/
л

Х1±Х2 
К 
Х1±Х2 
К 
Х1±Х2 
К 
Варианты
 
 
 
Концентра
 
1,0 
12,53±0,08 170,81  671,72±0,35  138,08
8416,59±33,67  234,71 
етат
 
   ац
 
трия
3,0 
14,73±0,06 195,02  531,45±0,44  109,24
7828,20±24,5  218,29 
на
MZ-30 + 
5,0 
9,94±0,03 134,97 490,85±0,68 100,89
4879,05±6,38  136,06 
1,0 
10,34±0,08 140,37  873,63±0,07  179,58
9036,37±36,34  251,85 
я
 

т
а
 

   
нна
3,0 
11,79±0,12 160,01  593,18±0,35  121,93
6993,59±38,68  195,02 
сло
MZ-30 + 
лимо
ки
5,0 
10,17±0,04 138,05  480,32±0,53  98,73  4885,66±11,15  136,24 
 
0,005  12,25±0,13 166,21  413,51±0,84  85,00  5065,49±20,156  141,26 
етат
а
 

ац
0,010  10,66±0,15 144,62  491,34±0,21  100,98
5327,68±31,24  148,57 
инк
ц

 
MZ-30+
0,015 
9,02±0,95 122,29 554,59±0,75 114,00
5002,40±24,26 139,49 
 
 
MZ-30 (К) 
7,37±0,03 100 486,48±0,56 
100,00
3586,03±7,76 100,00 
 
         Исходя  из  полученных  данных,  следует,  что  использование  ацетата  цинка  различных 
концентраций обуславливает меньший прирост биомассы дрожжей по сравнению с другими 
веществами. При этом продуктивность биомассы дрожжей составляет 9,02-12,25 г/л с.в., что  
 

49 
на 22,29..66,21% больше  контроля.  Внесение  в  среду  для  выращивания  дрожжей 
ацетата натрия концентрацией 3,0 г/л, согласно полученным  результатам, 
позволило 
максимально увеличить продуктивность дрожжей  Rhodotorula gracilis-CNMN-YS-03 до 
14,375 г/л с.в., что на 95% больше контрольного значения.  
 
Как показали исследования, присутствие предшественников в питательной среде  
оказывает стимулирующее действие и  на каротинообразование пигментных дрожжей.  
Так,  дрожжи  активно  синтезируют  каротиноиды  на  среде,  содержащей  
предшественники  (ацетат  натрия  или  лимонную  кислоту)  в  минимальных 
концентрациях.  Наличие  в  составе  питательной  среды  ацетата  натрия  в  минимальной 
концентрации (1,0 г/л),  увеличивает  содержание  пигментов  в  клетке  на 38,08 %, что 
составляет 671,72мкг/г с.в.  
Культивирование дрожжей на среде, в состав которой входит ацетат цинка (0,15 
мг/л)  позволяет  увеличить  содержание  каротиноидов  в  биомассе  лишь  на 14% по 
сравнению  с  контролем.  Эти  данные  свидетельствует  о  малоэффективном  действии 
последнего на биосинтез каротиноидов, что, вероятно, связано с наличием в его составе 
цинка,  основной  функцией  которого  является  стабилизация  клеточных  структур 
(ДЕДЮХИНА, 1998).    
В присутствии лимонной кислоты дрожжи синтезируют максимальное количество 
каротиноидов - 873,63 мкг/г  с.в.,  что  на 79,58 % больше  контроля.  Содержание 
каротиноидных  пигментов  в  биомассе  на 1 л  составляет 9036,368 мкг/г  с.в.,  что  в 2,5 
раза 
больше 
контрольного 
значения. 
Результаты 
определения 
влияния 
предшественников  различных  доз  на  качественный  состав  каротиноидных  пигментов 
дрожжей представлены на рисунках  4.2 (а, б, в).  Анализ  проведенных экспериментов 
показал,  что  биосинтез  пигментов  β-каротина,  торулина  и  торулародина  зависит  от 
природы используемого вещества и его количества в питательной среде. Биосинтез β-
каротина  дрожжами Rhodotorula gracilis CNMN-YS-03 происходит  наиболее  активно 
при  внесении  в  питательную  среду  предшественников – ацетата  натрия (3,0 г/л)  или 
лимонной  кислоты (1,0 г/л),  которые  оказывают  значительное  стимулирующее 
действие  на  данный  процесс  (рис.4.2 (а)).  При  этом  содержание  β-каротина 
увеличивается на 57 и 70% соответственно по сравнению с контролем, что составляет 
329,69  и 357,46 мкг/г  с.в.  Эффективность  действия  данных  предшественников, 
вероятно,  обусловлена  их  участием  в  процессе  метаболизма  микроорганизмов  и,  в 
частности,  в  процессе  дыхания  и  биосинтеза  каротиноидных  пигментов  (МЕЦЛЕР, 
1986).  
 

50 
102
9
120
9
105
8
120
8
72
7
93
7
116
6
94
6
149
5
5
134
170
4
181
4
100
3
90
165
3
2
111
157
2
1
172
1
0
20
40
60
80
100
120
140
160
180
0
50
100
150
200
% К
%  К
 
                                   а)                                                                                    б) 
 
9
88
87
119
7
93
142
5
195
117
3
183
174
1
0
50
100
150
200
% К
 
в) 
 
1-NaCH3COO (1,0 г/л); 2- NaCH3COO (3,0 г/л); 3 - NaCH3COO(5,0 г/л); 
4 - С6Н8О7 (1,0 г/л); 5 - С6Н8О7 (3,0 г/л); 6 - С6Н8О7 (5,0 г/л); 
7 - [Zn(CH3COO)2 4Н2О] (0.005 г/л); 8 - [Zn(CH3COO)2 4Н2О] (0.010 г/л); 
9-[Zn(CH3COO)2 4Н2О]  (0.015 г/л) 
Рисунок 4.2. Влияние предшественников каротиногенеза  на содержание  β-
каротина(а), торулина (б) и торулародина (в) в  биомассе дрожжей 
Rhodotorula gracilis CNMN-YS – 03 
 
Лимонная  кислота,  как  представитель  цикла  трикарбоновых  кислот,  согласно 
полученным результатам, представленным на рисунке 4.2 (б, в), оказывает наилучшее 
стимулирующее действие на процесс синтеза каротиноидов красной группы пигментов 
– торулина и торулародина: выращивание дрожжей Rhodotorula gracilis CNMN-YS – 03 
на  питательной  среде  с  лимонной  кислотой    в  концентрации 1,0 г/л  усиливает  синтез 
торулина  на 81% (284,65 мкг/г  с.в.),  а  торулародина  на 95% (231,25 мкг/г  с.в)  по 
сравнению  с контролем.  
 

51 
Таким  образом,  в  ходе  проведенных  исследований  было  установлено,  что 
наиболее  активный  рост  биомассы  дрожжей  происходил  при  культивировании  на 
питательной  среде MZ-30, в  состав  которой  входил  ацетат  натрия (3,0 г/л). 
Выращивание  штамма    дрожжей Rhodotorula gracilis CNMN-YS-03  на  данной  среде 
позволяет увеличить прирост биомассы на 95%, что составляет 14,38 г/л.  
 Каротинообразование дрожжей, как показали исследования, происходит наиболее 
эффективно  в  присутствии  лимонной  кислоты  концентрацией 1,0 г/л.  Наличие 
предшественника  в  составе  среды  для  выращивания  дрожжей  способствует  
увеличению выхода каротиноидных пигментов на 79,58%, что составляет 151,85 %  на 
1 литр питательной среды по сравнению с контролем.  
 
4.3 Влияние индукторов на  продуктивность и биосинтез 
каротиноидов дрожжами  Rhodotorula gracilis CNMN-YS-03 
 
 
В  настоящее  время  для  получения  каротиноидов  микробиологическим  путем  в 
заводской  практике  используются    различные  стимуляторы:  β-ионон  и  его  более 
дешевые  заменители (1,6,6-триметил-1-ацетилциклогексен,  лимонен,  цитрусовая 
пульпа  или  цитрусовое  масло,  ретинол,  некоторые  ароматические  соединения 
(диметилфталаты,  вератрол)  и  ряд  гетероциклических  соединений  (изониазид, 
ипрониазид)) (ФЕОФИЛОВА, 1996).  
 
Согласно    данным  литературы,  индукторы  синтеза  каротиноидов  делятся  на 3 
группы:  триспоровые  кислоты;  соединения,  содержащие  β-иононовое  кольцо,  и 
фенилпроизводные,  из  которых  в  практике  используют  диметилфталат  и  вератрол 
(CERDA-OLMEDO, 1989).  Исходя  из  того,  что  механизм  действия  этих  соединений 
неизвестен,  но  существенные  различия  в  их  химическом  строении  и  в  то  же  время 
одинаковая способность усиливать синтез каротиноидов, позволяют предположить, что 
синтез  каротиноидов  интенсифицируется  при  действии  неблагоприятных  факторов 
среды (BONSISSDA, 1991). Так,  на  средах,  содержащих  кукурузную  и  соевую  муку, 
подсолнечное    масло  и  β-ионон,  можно  увеличить  выход  β-каротина  до 3 г/л  среды 
(ФЕОФИЛОВА, 1995). Недостатком  производства  является  дороговизна  среды 
выращивания.  В  связи  с  этим,  перспективным  является  возможность  удешевления 
среды выращивания путем использования  в качестве индукторов  растительных масел 
(ЕГОРОВ, 1989; ВАСИЛЬЧЕНКО и др., 1992; QIU HONG-DUON et.a l., 2001).  
 

52 
          Исходя  из  этого,  целью  наших  исследований  являлось    изучение  влияния 
кукурузного,  подсолнечного,  соевого,  оливкового  масел  и  ретинола  на 
биосинтетическую  активность  дрожжей Rhodotorula gracilis CNMN-YS – 03 и 
выявление специфических индукторов процесса каротинообразования.  
Таблица 4.3 
Влияние индукторов  на продуктивность и содержание каротиноидов у дрожжей 
Rhodotorula gracilis – CNMN-YS – 03 
Содержание каротиноидов  
Продуктивность
 
Варианты  
 
 
питательных 
сред 
 
 
мкг/г с.в. 
мкг/л 
г/л с.в. 
% К 
% К 
% К 
Х
Х
Х
1±Х2 
1±Х2 
1±Х2 
Лундина + 1,0 
г/л 
5,23±0,09 165,15
498,27±3,772  100,94
2605,95±95,519  166,53 
подсолнечного 
масла 
Лундина + 1,0  
г/л  соевого 
4,15±0,05 131,54
533,28±0,243  108,03
2213,14±3,821  141,43 
масла 
Лундина + 1,0  
г/л  
4,22±0,06 133,12
572,70±3,215  116,02
2412,58±30,541  154,17 
оливкового 
масла 
Лундина + 1,0  
г/л  
4,81±0,05 151,73 661,21±12,343 133,95 3180,41 
±95,461  203,24 
кукурузного 
масла 
Лундина + 1,0  2,99±0,03 94,32  573,81±4,070 116,24 1715,69 
±21,589 109,64 
г/л  ретинола 
Лундина (К) 
3,17±0,05  100,00 493,64 ±2,591  100,00 1564,85 ±36,408  100,00 
 
     Проведенные  исследования  показали,  что  внесение  в  среду  культивирования 
дрожжей  растительных  масел  оказывает  положительное  влияние  на  рост  биомассы 
(табл. 4.3). Увеличение  выхода  биомассы  дрожжей  составляет 31,54-65,15 % по 
сравнению 
с 
контролем. 
Согласно 
полученным 
результатам, 
повышение 
 

53 
продуктивности  на 62,15 и 31,54 % наблюдается  при  культивировании  дрожжей  на 
вариантах  сред,  в  состав  которых  входят  подсолнечное  или  кукурузное  масло 
концентрацией 1,0 г/л.  Эффективность  использования  подсолнечного  масла  можно 
объяснить  присутствием в его составе таких жирных кислот, как линолевая (~55%) и 
олеиновая (~40%), пальматиновая (~3%), стеариновая (~2%), которые,  согласно 
литературным 
данным, 
являются 
активаторами 
синтеза 
ряда 
ферментов 
(РАЗУМОВСКИЙ и др.; ФЕОФИЛОВА, 1989). 
Изучение  действия  индукторов  на  процесс  каротиногенеза  дрожжей Rhodotorula 
gracilis CNMN-YS–03, показало, что суммарное содержание каротиноидов  в биомассе 
дрожжей варьирует в зависимости от вида индуктора, вносимого в питательную среду 
(табл. 4.3). 
Результаты, представленные в таблице, свидетельствуют о том, что растительные 
масла и ретинол, используемые в питательной среде концентрацией 1,0 г/л в качестве 
индукторов, оказывают позитивное влияние на процесс каротинообразования дрожжей. 
Отметим,  что  каротинообразование  дрожжей Rhodotorula gracilis – CNMN-YS – 
03,  выращенных  на  синтетической  питательной  среде  Лундина  стимулировалось  в 
значительной  степени  при  использовании  кукурузного  масла  концентрацией 1,0 г/л. 
Количество    каротиноидов  при  этом  составило 661,21 мкг/г  сухих  веществ,  что  на 
33,95% больше контрольного значения. Присутствие в составе среды  оливкового масла 
и  ретинола  оказывало  сходное  влияние  на  содержание  каротиноидов  в  клетке, 
количество  которых  увеличивалось  на 16% по  сравнению  с  контролем.  Анализируя 
данные, представленные в таблице 4.3 можно заключить, что максимальное количество 
пигментов  в  биомассе  достигает 2561,12 и 3180,41 мкг/л  в  случае  добавления  к 
ферментационной среде подсолнечного и кукурузного масла концентрацией 1,0 г/л, что  
превышает контрольные значения на 63,67 % и 103,24 %, соответственно. 
Стимулирующее  действие  кукурузного  масла  обуславливается,  вероятно,  
присутствием  в  его  составе ~ 80% ненасыщенных  жирных  кислот  (линолевой, 
линоленовой,  арахидоновой),  которые  придают  клеточным  мембранам  необходимую 
текучесть,  служат  предшественниками  других  компонентов  клетки  и  являются 
активаторами синтеза ряда ферментов (NIPPON, 1992; 
).  
       Результаты  исследования  изменения  качественного  состава  каротиноидного 
комплекса  дрожжей Rhodotorula gracilis CNMN-YS–03 в  присутствии  индукторов  
представлены на рисунке 4.3. 
 

54 
111
5
101
5
146
113
4
4
115
3
118
3
104
112
2
2
102
101
1
1
0
50
100
150
90
100
110
120
% К
% К
             
               
                                   а)                                                                               б
149
5
139
4
116
3
110
2
98
1
0
50
100
150
% К
 
                                                                        в
1 - Лундина + 1,0 г/л подсолнечного масла; 2 – Лундина + 1,0 г/л соевого масла;  
3 – Лундина + 1,0 г/л оливкового масла; 4 – Лундина + 1,0 г/л кукурузного масла; 
 5 – Лундина + 1,0 г/л ретинола 
Рисунок 4.3. Влияние индукторов  каротиногенеза  на содержание  β - каротина (а), 
торулина (б) и торулародина (в) в биомассе дрожжей  Rhodotorula 
 
gracilis CNMN-YS – 03 
 
 
      Полученные  результаты  исследований  позволили  констатировать,  что  биосинтез 
главного пигмента дрожжей - β- каротина происходит наиболее активно при наличии в 
питательной  среде  кукурузного  масла,  обладающего  способностью  увеличивать  его 
содержание в 1 г сухой биомассы дрожжей  до 329,310 мкг/г с.в., что на 46 % больше 
по сравнению с контролем (рис. 4.3 (а)). Наличие в среде культивирования оливкового 
 

55 
масла и ретинола также способствовало увеличению биосинтеза  данного пигмента, но 
только в меньшей степени - на 15 и 11 %, соответственно по отношению к контролю. 
Анализ  результатов  изучения  изменения  содержания  торулина - представителя  
красной  группы  пигментов,  при  культивировании  дрожжей  на  синтетической  среде, 
содержащей индукторы, показал, что  биосинтез пигмента варьирует в зависимости от 
вида  индуктора,  входящего  в  состав  среды  (рис. 4.3 (б)).  Так,  наилучшие  результаты 
были 
получены 
при 
использовании 
в 
качестве 
индуктора 
процесса 
каротинообразования    оливкового  масла  концентрацией 1,0 г/л.  Присутствие  его  в 
среде способствовало увеличению выхода торулина до 185,19 мкг/г (на 18%). 
           Торулародин,  как  следует  из  результатов,  представленных  на  рисунке 4.3 (в),  
образуется    в  большей  степени  при    наличии  в  составе  ферментационной  среды 
Лундина  ретинола  концентрацией 1,0 г/л.  Культивирование  на  среде  такого  состава 
способствовало  увеличению  содержания  данного  пигмента  на 49 %, что  составляет  
164,56 мкг/г с.в.  
     Обобщая  результаты  исследований  влияния  растительных  масел  и  ретинола  на 
активность роста и процесс каротинообразования дрожжей, отметим, что подсолнечное 
и  кукурузное  масла  представляют  особый  практический  интерес,  так  как  присутствие 
их    в  среде  культивирования  позволяет  увеличить  одновременно  выход  биомассы  и  
количество каротиноидных пигментов, синтезируемых дрожжами. 
        Полученные  результаты  согласуются  с  данными  литературы  о  стимулирующем  
действии  растительных  масел  на  биосинтетическую  активность  дрожжей 
(АТАМАНЮК, 1971; РАЗУМОВСКИЙ и др., 1975; ФЕОФИЛОВА, 1994).  
       В связи с тем, что лучшие результаты по использованию индукторов в питательной 
среде для культивирования дрожжей Rhodotorula gracilis CNMN-YS-03 были получены 
при  добавлении  кукурузного  и  подсолнечного  масел,  следующим  этапом  наших  
исследований  было  определение  оптимальной  концентрации  индуктора,  вносимого  в 
ферментационную  среду,  при  которой  биосинтетическая  активность  дрожжей 
достигает максимума. 
          Исследования  по  влиянию  подсолнечного  и  кукурузного  масел  показали,  что 
способность  дрожжей  аккумулировать  клеточную  массу  дрожжей  и  синтезировать 
каротиноидные  пигменты,  варьирует  от  концентрации  используемого  вида  индуктора 
(рис. 4.4). 
 
 
 

56 
 
 

136
 
2
 
116
ое
 
161
у
з
н

1
 
120
у
р

л
а

 
кук
122
0,5
 
е
 
мас

109
 
124
2
 
121
ое
н

с
т
и
т
е
л
ь
н
ы

ч
152
 
ра
не
1
162
 
120
 
о
д
с
ол

п
0,5
134
 
 

0
20
40
60
80
100
120
140
160
180
 
% К
 
Биомасса
Каротиноды
 
Рисунок 4.4. Влияние растительных масел на продуктивность и биосинтез 
каротиноидных пигментов дрожжами Rhodotorula gracilis CNMN-YS-03 
 
  
Анализ  результатов  исследований  позволил  констатировать,  что  аккумуляция 
клеточной  массы  дрожжей  происходит  более  активно  при  культивировании  штамма 
дрожжей Rhodotorula gracilis CNMN-YS-03 на  питательной  среде,  в  состав  которой 
входит подсолнечное масло концентрацией 1,0 г/л. Продуктивность биомассы при этом 
возрастает  на 62 %, по  сравнению  с  контрольным  образцом.  Кроме  того,  процесс 
каротинообразования  активизируется  в  значительной  степени  при  выращивании 
дрожжей на питательной среде,  содержащей  кукурузное масло концентрацией 1,0 г/л. 
Культивирование  штамма  на  среде  данного  состава  позволяет  увеличить  содержание 
каротиноидов в биомассе  на 61% по сравнению с контролем.  
       Также  было  установлено,  что  биосинтез  β-каротина  происходил  активно  при 
внесении  в  питательную  среду  двух  видов  масел  (подсолнечного  или  кукурузного), 
концентрацией 1,0 г/л, присутствие которых позволило увеличить содержание данного 
пигмента в биомассе дрожжей на  70-72 % по отношению к контролю (рис. 4.4).    
      Биосинтез  торулина - представителя  каротиноидов  красной  группы    пигментов, 
согласно  представленным  результатам,  происходит  наиболее  активно  при 
выращивании  дрожжей  в  присутствии  подсолнечного    масла  концентрацией 1,0 г/л. 
Количество торулина в данном случае возрастает на 40 % по сравнению с контролем.    
 

57 
133
116
2 г/л
143
161
133
1 г/л
л
а

р
у
з
н
о
е
 

172
ку
134
ку 0,5 г/л
е
 
мас

114
112
121
118
2 г/л
122
108
ч
н
о
е

140
с
т
и
т
е
л
ь
н
ы

1 г/л
170
ра
89
114
д
с
о
л
не

0,5 г/л
по
131
0
20
40
60
80
100
120
140
160
180
% К
β-каротин
торулин
торулародин
 
Рисунок 4.5. Влияние различных концентраций растительных масел на  
качественный  состав каротиноидов  дрожжей  Rhodotorula gracilis CNMN-YS-03 
 
Биосинтез торулародина происходит наиболее эффективно при культивировании 
штамма  дрожжей Rhodotorula gracilis CNMN-YS-03 на  питательной  среде  с 
добавлением  кукурузного  масла  концентрацией 1,0 г/л,  в  состав  которого  входят 
ненасыщенные  жирные  кислоты  (линолевая,  линоленовая),  основной  функцией 
которых является участие в качестве предшественников в синтезе «гормонов местного 
действия» (рис.4.5)  (МЕЦЛЕР, 1986; QIU HONG-DUON et.al., 2001). 
Обобщая  полученные  результаты  можно  констатировать,  что  присутствие 
растительных масел в среде культивирования дрожжей Rhodotorula gracilis CNMN-YS-
03 оказывает положительное влияние с различным уровнем эффективности действия на 
каротинообразование дрожжей, что объясняется их химическим составом.  
Таким  образом,  проведенные  исследования  показали,  что  наиболее  активным 
индуктором процесса пигментообразования дрожжей является кукурузное масло.  
 
4.4.  Влияние координационных соединений Fe (II) на биосинтез 
каротиноидов дрожжами рода Rhodotorula 
 
Перспективным  направлением  в  современной  биотехнологии  является  изучение 
возможности 
использования 
координационных 
соединений 
металлов 
для 
направленного  культивирования    микроорганизмов  (РУДИК, 1990; 1993; CHIRIAC et 
al., 2004; RUDIC et al., 2004). По  своей  природе  металлокомплексы    близки  к 
биологическим  соединениям,  ответственным  за  жизнеспособность  микроорганизмов. 
 

58 
Известно, что потребность клеток в ионах металлов в значительной степени зависит от 
обеспеченности 
кислородом. 
Поскольку 
промышленное 
культивирование 
микроорганизмов  проводится,  как  правило,  при  низких  концентрациях  растворенного 
кислорода, необходимо учитывать, что в этих условиях может возрастать потребность 
клеток в ионах железа. 
Трудность  обеспечения  клеток  ионами  железа  заключается  в  том,  что  водные 
растворы  солей  железа  неустойчивы  вследствие  окисления  и  гидролиза  (КОВАЛЕВ  и 
др., 1985; 1987). Известно, что микроорганизмы обладают уникальной способностью к 
выделению  в  среду  хелаторов  с  высоким  сродством  к  ионам  железа,  так  называемых,  
сидерофоров,  обеспечивающих  транспорт  железа  через  плазмалемму  в  цитоплазму 
(BYERS, AREENEAXUS, 1977). Тем  не  менее,  доказано,  что  содержание  железа  в 
биомассе  дрожжей S.cerevisiae составляло  менее 1% от  содержащегося  в  среде 
двухвалентного железа (КОВАЛЕВ и др., 1985). Следовательно, при культивировании  
микроорганизмов в промышленных условиях (при низких значениях рО2) необходимо 
создание  условий  для  обеспечения  клеток  достаточным  количеством  ионов  железа 
(низкие  значения  рН  среды,  использование  хелаторов,  повышенные  концентрации 
солей двухвалентного железа) (ДЕДЮХИНА, 1992). 
Из  выше  сказанного  следует,  что  ионы  железа  могут  служить  тем  фактором, 
который  оказывает  влияние  на  рост,  биосинтез  каротиноидов  и  других  биологически 
активных веществ, синтезируемых микроорганизмами (RUDIC, CEPOI, 1995). 
Согласно  литературным  данным - никель  является  необходимым  и  очень 
важным микроэлементом для роста и развития высших растений, участвуя в процессах 
синтеза  хлорофилла  и  каротиноидов  (ЯГОДИН  и  др. 1991; RUDIC şi coaut. 1997;  
ROTARU, 2001). Имеются  сведения  о  влиянии  никеля  на  активность  окислительно-
восставновительных  ферментов.  В  работах  некоторых  исследователей  встречаются 
отмечено, что никель является стабилизирующим фактором антоциановых пигментов, 
действие  которого  связано  с  резким  активированием  аскорбинат–  и  олоксидаз.  
Отмечается    большое  значение  комплексирования  некоторых  переходных  металлов  с 
липидами  для  осуществления  фотосинтеза  и  эволюции  этого  процесса,  в  связи  с 
нахождением  никеля  в  полярных  липидах  (Микроэлементы  в  жизни ..,1974; 
ДЕДЮХИНА и др., 1992; RUDIC ş. a.,  1999). 
 Марганец участвует в процессах синтеза различных компонентов живой клетки, 
а  также  входит  в  состав  таких  ферментов,  как  супероксиддисмутаза 
(митохондриальная),  аргиназа,  ацетил–КоА-карбоксилаза,  гликозилтрансфераза, 
 

59 
участвующих  в  процессах  жизнеобеспечения  микроорганизмов (FABREGAS et. al., 
1988; NAGANUMA et. al., 1989).  
Исходя  из  выше  изложенного,  актуальными  представляются  исследования 
возможности  использования  некоторых  координационных  соединений  железа  в 
качестве  стимуляторов  и  регуляторов  биосинтеза  каротиноидных  пигментов  у 
дрожжей.   
Были  исследованы  координационные  соединения Fe (II), которые  были 
синтезированы  сотрудниками  Института  Химии  АНМ  под    руководством  академика 
АНМ К. Турта: 
  [Fe2Mn(CCl3COO)6(CH3OH)3] в концентрациях 0,1; 0,2;0,4; 0,8;1,6 
мг/л 
  [Fe2NiO(CCl3COO)6(CH3OH)3] в концентрациях 0,05; 0,1; 0,2; 0,5; и 
1,0 мг/л 
Объектами  исследований  служили  штаммы    дрожжей Rhodotorula gracilis – 
CNMN-YS-III/5 и Rhodotorula gracilis – CNMN-YS- 03. В результате исследований было 
установлено,  что  стимулирующий  эффект  зависит  от  химического  состава  вносимых 
координационных соединений железа (табл. 4.4).   
Таблица 4.4 
Влияние координационных соединений Fe (II) на содержание каротиноидов  в 
биомассе дрожжей Rhodotorula gracilis CNMN-YS-III/5 
 
Каротиноидны
Концентр
е пигменты, 
Координационные соединения 
ация,  
% К 
Т
мкг/ г А.С.В. 
95% 
мг/л 
М±м 
0,1 
290,23±8,1 98,15 2,097 
0,2 
298,15±10,2 100,83 2,246 
[Fe2Mn(CCl3COO)6(CH3OH)3] 
0,4 
309,39±52,0 104,63 5,445 
 
0,8 
328,81±46,81 111,19 6,898 
1,6 
344,9±88,1 116,64 6,31 
Контроль  
295,7±42,36 
100,00 2,78 
0,05 
200,9±8,1 97,43 0,49 
[Fe2NiO(CCl3COO)6(CH3OH)3] 
0,1 
216,8±3,3 105,14 1,38 
 
0,2 
313,4±10,2 151,98 7,65 
0,5 
319,4±9,3 154,89 9,21 
Контроль  
206,2±6,9 100,00 2,78 
 

60 
    Таким  образом,  добавление  к  среде  Лундина  для  культивирования Rhodotorula 
gracilis CNMN-YS-III/5 [Fe2Mn(CCl3COO)6(CH3OH)3]  способствовало  достоверному 
увеличению  выхода  каротиноидов  на 11,19%-16,64% по  отношению  к  контролю  (табл. 
4.4).  При  культивировании  дрожжей  на  питательной  среде,  в  состав  которой  входило 
соединение [Fe2NiO(CCl3COO)6(CH3OH)3]  концентрацией 0,5 мг/л,  увеличилось  общее 
количество каротиноидов  в биомассе дрожжей на 54,89 % по отношению к контролю.  
Результаты  исследований,  направленных  на  изучение  изменений  качественного 
состава  пигментов  дрожжей,  выращенных  на  питательных  средах,  в  состав  которых 
входят  координационные соединения железа, представлены на рисунке 4.6.  
        Анализ    полученных  результатов  показал,  что  биосинтез  отдельных  пигментов  (β- 
каротина,  торулина  и  торулародина)  дрожжами Rhodotorula gracilis – CNMN-YS-III/5 
зависит  как  от  химической  природы  координационных  соединений,  так  и  от  
концентрации их в питательной среде. 
        Следует  отметить,  что  во  всех    вариантах  опытов  используемые  соединения  железа 
играют роль биорегуляторов, которые оказывают стимулирующее действие на биосинтез  
главного  пигмента  дрожжей - β-каротина.  Установлено,  что  его  содержание  в  биомассе 
достигает  максимума  при  внесении  в  состав  питательной  среды  Лундина      соединения 
[Fe2NiO(CCl3COO)6(CH3OH)3]  и  составляет 167,6 мкг/  г  с.в.,  что  на 54% выше 
контрольного содержания (рис. 4.6 (а)). Стимулирующий эффект двухвалентного железа, 
вероятно,  объясняется  тем,  что  образование  β-  каротина  происходит  после  нескольких 
последовательных  реакций  дегидрирования,  в  результате  которых  образуются 
сопряженные  двойные  связи,  характерные  для  каротиноидов.  В  данных  реакциях 
дегидрирования железо является стимулятором (МЕЦЛЕР, 1986).  
Анализируя  данные,  полученные  после  выращивания  дрожжей  на  питательных 
средах  с  координационными  соединениями  железа,  установлено,  что  эффективным 
стимулирующим  агентом  биосинтеза  торулина  является  координационное  соединение 
[Fe2NiO(CCl3COO)6(CH3OH)3].  Эффективность  его  действия,  вероятно,  связана  с  тем,  что 
железо и никель, которые образуют комплекс, входят в состав ферментов, отвечающих за 
процессы  вторичного  метаболизма  дрожжей (ISAC, 1992; ЗАЛАШКО, 1999). Таким 
образом,  внесение    координационного  соединения  железа  в  питательную  среду  
концентрацией 1,0 мг/л,  способствует  увеличению  содержания  торулина  на  72 % по 
сравнению  с контролем (рис.4.6 (б)). 
Содержание    торулародина  в  клеточной    массе  пигментных  дрожжей,  согласно 
полученным  результатам,  варьирует  от 46,5 до 69,4 мкг/г  с.в.,  в  зависимости  от 
концентрации и природы используемого соединения.  
 

61 
154
160
138
135
138
134
140
125
120
104
104
97
97
100
 % К
80
60
40
20
0
0,05
0,1
0,2
0,5
1
0,1
0,2
0,4
0,8
1,6
[Fe2NiO(CCl3COO)6(CH3OH)3]
Fe2Mn(CCl3COO)6(CH3OH)3]
 
 
а) 
 
180
172
163
159
160
140
111
109
120
105
98
101
98
90
100
% К
80
60
40
20
0
0,05
0,1
0,2
0,5
1
0,1
0,2
0,4
0,8
1,6
[Fe2NiO(CCl3COO)6(CH3OH)3]
Fe2Mn(CCl3COO)6(CH3OH)3]
 
 
б) 
 
154
160
146
148
135
140
115
120
107
105
98
100
93
100
% К
80
60
40
20
0
0,05
0,1
0,2
0,5
1
0,1
0,2
0,4
0,8
1,6
[Fe2Ni O(CCl 3COO)6(CH3OH)3]
Fe2M n(CCl 3COO)6(CH3OH)3]
 
                                                                        в) 
Рисунок 4.6. Влияние различных координационных соединений Fe (II) на содержание 
β – каротина (а), торулина (б) и  торулародина (в) в биомассе дрожжей 
Rhodotorula gracilis CNMN-YS-III/5 
        
  Отметим,  что    наилучшие  результаты  были  получены  при  использовании  в 
качестве 
биорегулятора 
процесса 
каротиногенеза 
соединения 
[Fe2NiO(CCl3COO)6(CH3OH)3]  концентрацией 0,2 мг/л (рис.4.6 (в)). 
 Обобщая  полученные  результаты,  можно  констатировать,  что  из  исследуемых 
координационных  соединений  железа  специфическое  стимулирующее  действие  на 
 


62 
процесс  каротинообразования  дрожжей  свойственно  координационному  соединению 
[Fe2NiO(CCl3COO)6(CH3OH)3]. 
На 
следующем 
этапе, 
для 
подтверждения 
эффективности 
действия  
[Fe2NiO(CCl3COO)6(CH3OH)3] в качестве специфического регулятора процесса биосинтеза 
каротиноидов,  были поставлены эксперименты с культурой дрожжей Rhodotorula gracilis 
– CNMN-YS-03 на органической среде MZ-30.  
 
128
4
163
3
174
2
123
1
0
20
40
60
80
100
120
140
160
180
%  К
 
1- 0,05 мг/л,    2 – 0,1 мг/л,  3-0,2 мг/л,   4- 0,5 мг/л 
 
Рисунок 4.7. Влияние [Fe2NiO(CCl3COO)6(CH3OH)3] на содержание каротиноидов в 
биомассе дрожжей Rhodotorula gracilis – CNMN-YS-03 
 
       В  результате  исследований  было  установлено,  что  присутствие (0,05-0,5 мг/л) 
координационного  соединения [Fe2NiO(CCl3COO)6(CH3OH)3]  в  питательной  среде 
оказывает  стимулирующее  действие  на  процесс  каротиногенеза  (рис. 4.7).  Содержание  
каротиноидов  при  этом  увеличивалось  на 23-74%, по  сравнению  с  контролем.  
Максимальный  выход  суммарного  количества  каротиноидных  пигментов  обеспечивает 
присутствие в питательной среде координационного соединения железа в  концентрации 
0,1 мг/л.  
        Изменение  качественного  состава  каротиноидного  комплекса  пигментов  дрожжей, 
выращенных  на  питательных  средах  с  соединением [Fe2NiO(CCl3COO)6(CH3OH)3], 
различных концентраций представлено на рисунке 4.8.  
         На  рисунке 4.8 видно,  что  биосинтез  главного  пигмента  дрожжей – β-каротина 
происходит наиболее активно при наличии в питательной  среде испытуемого соединения 
в  концентрации 0,1 мг/л.  Количество  пигмента  в  биомассе  увеличивается  на 98 % по 
сравнению с контролем.  
 




63 
198
200
169
178
180
157
151
160
144
146
131
140
120120
123 112
120
% К 100
80
60
40
20
0
0,05
0,1
0,2
0,5
β-каротин
торулин
торулародин
 
Рисунок 4.8. Влияние [Fe2NiO(CCl3COO)6(CH3OH)3] на качественный состав 
каротиноидных пигментов дрожжей Rhodotorula gracilis  CNMN-YS-03 
 
 Количество каротиноидов красной группы пигментов (торулина и торулародина) в 
биомассе  дрожжей  также  варьировало  в  зависимости  от  концентрации  соединения 
[Fe2NiO(CCl3COO)6(CH3OH)]. Количество данных пигментов увеличивалось на 69% и 78% 
соответственно при наличии в среде этого вещества в концентрациях   0,1 и 0,2 мг/л.   
 Из  проведенных  исследований  следует,  что  координационное  соединение 
[Fe2NiO(CCl3COO)6(CH3OH)3]  обладает  специфическим  характером  действия  и  является 
биорегулятором процесса биосинтеза каротиноидных пигментов штаммами дрожжей рода 
Rhodotorula.  
Таким  образом,  анализ  результатов  исследований,  направленных  на  изучение 
действия  нетрадиционных  источников  питания  (экстрактов  яблочных,  виноградных  и 
томатных  выжимок),  предшественников  каротиногенеза  (ацетата  натрия,  ацетата  цинка, 
лимонной  кислоты),  индукторов  биосинтеза  каротиноидов  (растительных  масел  и 
ретинола) 
и 
металлокомплексов 
железа ([Fe2Mn(CCl3COO)6(CH3OH)3], 
[Fe2NiO(CCl3COO)6(CH3OH)3]),  включенных  в  состав  питательной  среды MZ-30, на 
продуктивность  и  процесс  каротинообразования  дрожжей  рода Rhodotorula выявил 
достоверные существенные  особенности: 
 -  использование  экстрактов  из  томатных  выжимок  при  культивировании 
Rhodotorula gracilis CNMN-YS-03 позволяет повысить продуктивность до 15,633 г/л с.в., а 
содержание каротиноидов  в биомассе  до 9755,319 мкг/л; 
-  использование  ацетата  натрия  в  концентрации 3,0 г/л  позволяет  повысить 
продуктивность  дрожжей  до 14,73 г/л;   общее    количество  каротиноидов  (β-каротина, 
 

64 
торулина  и  торулародина)  увеличивается  в 2,5 раза  по  сравнению  с  контролем  при 
культивировании  штамма Rhodotorula gracilis CNMN-YS-03  на питательной среде MZ-30 
с  лимонной кислотой  концентрацией 1,0 г/л; 
-  наличие    подсолнечного  масла    концентрацией 1,0 г/  л  в  питательной  среде 
повышает  продуктивность  дрожжей Rhodotorula gracilis CNMN-YS-03 на 65 % по 
отношению к контролю; кукурузное масло обладает наилучшим стимулирующим агентом 
на  выход  общего  количества  каротиноидов,  достигающего 3180,406 мкг/л,  что  в 2 раза 
выше контрольного значения; 
 -  применение  координационного  соединения [Fe2NiO(CCl3COO)6(CH3OH)3]  в 
составе  питательной  среды  Лундина  способствует  активному  биосинтезу  каротиноидов, 
содержание которых в биомассе дрожжей увеличивается на 54 % для Rhodotorula gracilis 
CNMN-YS-III/5 и на 74 % для Rhodotorula gracilis CNMN-YS-03. 
 Полученные  результаты  свидетельствуют  о  необходимости  проведения 
дальнейших  исследований,  целью  которых  является  разработка  питательной  среды 
оптимального состава и способов направленного синтеза каротиноидов у  дрожжей.  
 
4.5 Способы направленного синтеза каротиноидов у дрожжей 
Известно,  что  содержание  каротиноидных  пигментов  в  биомассе  дрожжей 
находится  в  прямой  зависимости  от  состава  питательной  среды  и  условий 
культивирования (NIPPON, 1992; BRAMLEY, 1992). 
В  предыдущих  исследованиях  проводилось  изучение  влияния  нетрадиционных 
источников  питания  (экстракта  томатных,  виноградных  и  яблочных  выжимок), 
индукторов  (соевого,  подсолнечного,  оливкового,  кукурузного  масел  и  ретинола), 
предшественников  (ацетатов  и    лимонной  кислоты)  и  координационных  соединений 
железа  на  продуктивность и  каротиногенез  дрожжей  Rhodotorula gracilis CNMN-YS-03.  
 Исходя  из  того,  что  составляющие  питательных  сред  были  изучены  по 
отдельности,  следующим  этапом  являлось  исследование  комплексного  влияния 
компонентов  питательной  среды  на  процесс  биосинтеза  пигментов  и  изменение 
качественного состава каротиноидов  штамма  дрожжей Rhodotorula gracilis CNMN-YS-03.  
 Для решения поставленной задачи мы воспользовались методами математического 
планирования эксперимента в биологии (МАКСИМОВ, 1980).  Согласно данным методам, 
была составлена матрица полного факторного эксперимента (табл. 4.5). 
 
 
 

65 
                                                                                                                            Таблица 4.5 
Матрица полного факторного эксперимента ПФЭ 2² 
 
Экстракт 
Кукурузное 
Лимонная 
[Fe
томатных 
2NiO(CCl3CO
масло 
кислота 
O)
выжимок 
6(CH3OH)3] 
Фактор 
Х1 
Х2 
Х3 
Х4 
Нижний уровень 
0,1 0,5 
0,5 
0,05 
(-) 
Верхний уровень 
1,0 2,0 
3,0 
0,5 
(+) 
Единица 
л 
г/л 
г/л 
мг/л 
измерения 
Эксперименты 

- - 



+ - 



- + 



+ + 
- - 

- - 



+ - 



- + 



+ + 



- - 


10 
+ - 


11 
- + 


12 
+ + 


13 
- - 


14 
+ - 


15 
- + 


16 
+ + 


 Где: 
1–MZ-30 (контроль); 
2-MZ-30+экстракт томатных выжимок (0,8 л); 
3-MZ-30+кукурузное масло (1,0 г/л); 
4-MZ-30+экстракт томатных выжимок (0,8 л)+кукурузное масло (1,0 г/л); 
5-MZ-30+лимонная кислота (1,0 г/л); 
6-MZ-30+лимонная кислота (1,0 г/л)+экстракт томатных выжимок (0,8 л); 
7-MZ-30+кукурузное масло (1,0 г/л)+лимонная кислота (1,0 г/л); 
8-MZ-30+экстракт  томатных  выжимок (0,8 л)+кукурузное  масло (1,0 г/л)+лимонная 
кислота (1,0 г/л); 
9-MZ -30 + [Fe2NiO(CCl3COO)6(CH3OH)3] (0,005 г/л); 
 

66 
10 -MZ-30+экстракт томатных выжимок (0,8 л)+[Fe2NiO(CCl3COO)6(CH3OH)3] (0,005 г/л); 
11 -MZ-30+кукурузное масло (1,0 г/л)+[Fe2NiO(CCl3COO)6(CH3OH)3] (0,5 г/л); 
12-MZ-30+экстракт томатных выжимок (0,8 л)+кукурузное масло (1,0 г/л)+ 
[Fe2NiO(CCl3COO)6(CH3OH)3] (0,005 г/л); 
13 - MZ -30 + лимонная кислота (1,0 г/л)+[Fe2NiO(CCl3COO)6(CH3OH)3] (0,5 г/л); 
14-MZ-30+экстракт  томатных  выжимок (0,8 л)+лимонная  кислота (1,0 г/л)+ 
[Fe2NiO(CCl3COO)6(CH3OH)3] (0,005 г/л); 
15-MZ-30+кукурузное масло (1,0 г/л)+лимонная кислота (1,0 г/л)+ 
[Fe2NiO(CCl3COO)6(CH3OH)3] (0,005 г/л); 
16 -MZ -30 + экстракт томатных выжимок (0,8 л)+ кукурузное масло (1,0 г/л)+ лимонная 
кислота (1,0 г/л)+ [Fe2NiO(CCl3COO)6(CH3OH)3] (0,005 г/л). 
 В  соответствии  с  составленной  матрицей,  были  проведены  эксперименты  для 
получения оптимального состава среды, использование которой способствовало бы более 
интенсивному  каротинообразованию  пигментных  дрожжей.  Результаты  исследований 
представлены    в  таблице 4.6. Согласно  полученным  данным,  было  установлено,  что 
биосинтез каротиноидов зависит от состава питательной среды. 
        При  культивировании  штамма Rhodotorula gracilis CNMN-YS-03 на  питательной 
среде MZ–30, содержащей комбинацию лимонной кислоты (1,0 г/л), экстракта томатных 
выжимок (0,8 л)  и [Fe2NiO(CCl3COO)6(CH3OH)3] (0,5 мг/л) (вариант  среды  № 14) 
максимальный    выход  каротиноидов  в  биомассе  дрожжей  (до 15213,66 мкг/л,  что  на 
165,95 % больше по сравнению с контролем). Эффективность использования питательной 
среды  данного  состава  обуславливается,  вероятно,  тем,  что  экстракт  томатных  выжимок 
является дополнительным источником углеводов и витаминов, лимонная кислота является 
предшественником,  который  принимает  прямое  участие  в  процессе  аэробного  дыхания 
микроорганизмов,  координационное  соединение  железа  является  специфическим 
регулятором  синтеза  каротиноидов,  а  совокупность  этих  факторов  обеспечивает 
присутствие  в  питательной  среде  всех  веществ,  необходимых  для  эффективного 
биосинтеза каротиноидов дрожжами.  
При  стимулирующем  влиянии  каждого  фактора  по  отдельности  на  биосинтез 
каротиноидов  наблюдается  отрицательное  действие  некоторых  сочетаний  факторов  в 
составе среды для выращивания дрожжей, к которым, согласно данным, представленным 
в таблице 4.6, относятся комбинации: а) экстракта томатных выжимок (0,8 л), кукурузного 
масла (1,0 г/л)  и  лимонной  кислоты (1,0 г/л) (вариант  №8);  б)  экстракта  томатных 
выжимок (0,8 л),  кукурузного  масла (1,0 г/л),  лимонной  кислоты (1,0 г/л)  и  
координационного соединения [Fe2NiO(CCl3COO)6(CH3OH)3] (0,5 мг/л) (вариант №16). 
 

67 
Таблица 4.6 
Влияние состава питательной  среды на каротиногенез дрожжей Rhodotorula gracilis CNMN-YS-03 
Каротиноиды 
№ п/п 
Варианты 
мкг/г с.в. 
мкг/л с.в. 
% к 
% к 
Х1±Х2 
Х1±Х2 

MZ -30 - контроль 
615,37±21,36 
100,00 
5720,53±98,76 
100,00 

MZ -30+экстракт томатных выжимок (0,8 л) 
842,94±56,64 
136,98 
8682,28±161,58 
151,77 

MZ -30+кукурузное масло (1,0  г/л) 
1262,95±75,23 
205,23 
13426,81±187,57 
234,71 
MZ -30+экстракт томатных выжимок (0,8 л)+кукурузное масло 

937,16±69,87 
152,29 
9899,01±125,69 
173,04 
(1,0  г/л) 

MZ -30+лимонная кислота (1,0 г/л) 
1085,12±55,63 
176,33 
8994,56±166,13 
157,23 
MZ -30+лимонная кислота (1,0 г/л)+экстракт томатных выжимок 

642,44±46,85 
152,58 
12697,48±145,91 
221,96 
(0,8 л) 

MZ -30+кукурузное масло (1,0  г/л)+ лимонная кислота (1,0 г/л) 
1135,05±76,95 
184,45 
12222,22±134,64 
213,66 
MZ -30+экстракт томатных выжимок (0,8 л)+кукурузное масло 

461,18±34,51 
74,94 
5797,23±137,85 
101,34 
(1,0  г/л)+лимонная кислота (1,0 г/л) 

MZ -30+[Fe2NiO(CCl3COO)6(CH3OH)3] (0,5 мг/л) 
1070,05±65,12 
173,89 
9004,43±169,18 
157,41 
MZ -30+экстракт томатных выжимок (0,8 л)+ 
10 
696,00±33,27 
180,96 
13123,92±174,69 
229,42 
[Fe2NiO(CCl3COO)6(CH3OH)3] (0,5 мг/л) 
MZ -30+кукурузное масло (1,0  г/л)+ 
11 
818,68±42,15 
133,04 
7289,54±119,51 
127,43 
[Fe2NiO(CCl3COO)6(CH3OH)3] (0,5 мг/л) 
MZ-30+экстракт томатных выжимок (0,8 л)+кукурузное масло 
12 
1035,21±73,16 
168,22 
9575,72±167,85 
167,39 
(1,0  г/л)+ [Fe2NiO(CCl3COO)6(CH3OH)3] (0,5 мг/л) 
MZ -30+лимонная кислота (1,0 г/л)+ 
13 
1028,42±67,29 
167,12 
8515,31±164,26 
148,86 
[Fe2NiO(CCl3COO)6(CH3OH)3] (0,5 мг/л) 
MZ -30+лимонная кислота (1,0 г/л)+экстракт томатных выжимок 
14 
814,96±45,38 
185,08 
15213,66±158,38 
265,95 
(0,8 л)+[Fe2NiO(CCl3COO)6(CH3OH)3] (0,5 мг/л) 
MZ -30+кукурузное масло (1,0  г/л)+лимонная кислота (1,0 г/л)+ 
15 
852,19±38,64 
138,48 
7221,44±124,56 
126,24 
[Fe2NiO(CCl3COO)6(CH3OH)3] (0,5 мг/л) 
MZ -30+экстракт томатных выжимок (0,8 л)+кукурузное масло 
(1,0  г/л)+лимонная кислота (1,0 
16 
322,39±21,06 
52,39 
2912,95±89,68 
50,92 
г/л)+[Fe2NiO(CCl3COO)6(CH3OH)3] (0,5 мг/л) 
 
 

68 
В  соответствии  с  результатами,  полученными  при  изучении  влияния  состава 
питательной среды на каротинообразование дрожжей, согласно матрице полного факторного 
эксперимента, были рассчитаны коэффициенты регрессии по схеме Иейтс (табл. 4.7). 
 
Таблица 4.7 
Расчет коэффициентов регрессии по схеме Иейтс для каротиноидов 
 
№ 
Результаты 
К 
1 шаг 2 
шаг 3 
шаг 4 
шаг 
Ряд 
п/п 
экспериментов 
регрессии 

5720,53 
14402,81 37728,63 77440,12 150297,08  9393,57 


8682,28 
23325,82 39711,49 72856,96  5507,41  344,21 
Х1 
3 13426,81 
21692,04 
38993,60 
-3288,12 
-13607,25 
-850,45 Х2 
4 9899,01 
18019,45 
33863,35 
8795,53 
-29457,60 
-1841,10 
Х1Х2 
5 8994,56 
22128,35 
-566,05 
5250,42 
-3147,39 
-196,71 Х3 
6 12697,48 
16865,26 
-2722,07 
-18857,67 
-6171,83 
-385,74 
Х1Х3 
7 12222,22 
23728,97 
6405,66 
-16617,46 
-20927,09 
-1307,94 
Х2Х3 
8 5797,23 
10134,39 
2389,86 
-12840,14 
-12811,88 
-800,74 
Х1Х2Х3Х 

9004,43 
2961,76 8923,01 1982,86 -4583,16  -286,45 
Х4 
10 
13123,92 
-3527,80 -3672,59 -5130,25 12083,65  755,23 
Х1Х4 
11 7289,54 3702,91 
-5263,09 
-2156,03 
-24108,09 
-1506,76 
Х2Х4 
12 9575,72 -6424,99 
-13594,58 
-4015,80 
3777,32 
236,08 
Х1Х2Х4 
13 8515,31 4119,48 
-6489,56 
-12595,61 
-7113,11 
-444,57 
Х3Х4 
14 15213,66 2286,18 
-10127,90 
-8331,49 
-1859,77 
-116,24 
Х1Х3Х4 
15 7221,44 6698,35 
-1833,30 
-3638,34 
4264,12 
266,51 
Х2Х3Х4 
16 2912,95 -4308,49 
-11006,84 
-9173,54 
-5535,20 
-345,95 
Х1Х2Х3Х4 
 
Математический  анализ  результатов  полного  факторного  эксперимента  и  расчет 
коэффициентов  регрессии  на  их  основе  дает  нам  возможность  составить  уравнение 
регрессии: 
Y=9393.57+344,21Х1-850,45Х2-1841,10Х1Х2-385,74Х1Х3-1307,94Х2Х3-
800,74Х1Х2Х3+755,23Х1Х4-1506,08Х2Х4+236,08Х1Х2Х4-444,57Х3Х4+266,51Х2Х3Х4-
345,95Х1Х2Х3Х4 
 
Составленное  уравнение  регрессии  является  прямой  зависимостью  выхода 
каротиноидных  пигментов  из  биомассы  дрожжей  от  концентрации  компонентов, 
используемых  в  питательной  среде.  Исходя  из  полученного  уравнения  регрессии,  можем 
 

69 
предположить,  что  использование  в  питательной  среде  комбинации  факторов  Х1Х4 
(экстракта  томатных  выжимок  и  координационного  соединения  [Fe2NiO(CCl3COO)6(CH3OH)3]) 
(вариант  № 10) будет  оказывать  существенный  стимулирующий  эффект  на 
каротинообразование дрожжей. Примерно одинаковую степень эффективности на биосинтез 
каротиноидов будут проявлять сочетания  Х1Х2Х4 (экстракт томатных выжимок, кукурузное 
масло  и  координационное  соединение [Fe2NiO(CCl3COO)6(CH3OH)3])    (вариант  №2)  и 
Х2Х3Х4 (вариант 
№15) 
(кукурузное 
масло, 
лимонная 
кислота 
и 
[Fe2NiO(CCl3COO)6(CH3OH)3]). Незначительное стимулирующее или отрицательное влияние 
на  выход  пигментов  в  биомассе  дрожжей,  согласно  составленному  уравнению  регрессии, 
окажет  наличие  в  среде  для  культивирования  дрожжей    сочетание  экстракта  томатных 
выжимок и  кукурузного масла.  
 Изменения  качественного  состава  каротиноидного  комплекса  дрожжей Rhodotorula 
gracilis CNMN-YS-03 при  культивировании  штамма  на  питательных  средах  различного 
состава,  согласно  составленной  матрицей  полного  факторного  эксперимента,  представлены 
на рисунке 4.9 (а, б, в).  
 Анализ  результатов  показал,  что  биосинтез  β-каротина  происходил  достаточно 
эффективно  при  выращивании  штамма  на  всех  испытуемых  вариантах    питательных  сред 
(рис.4.9 (а)). Использование различных комбинаций факторов в оптимальных концентрациях 
не оказывало отрицательного действия на синтез главного пигмента дрожжей, обладающего 
А-провитаминным действием. Следует отметить, что наилучшие результаты были получены 
при  использовании  в  составе  среды  экстракта  томатных  выжимок  и  лимонной  кислоты 
(вариант  № 6). Культивирование  дрожжей    на  среде  данного  состава  позволит  увеличить 
выход  данного  пигмента  до 4056,20 мкг/л  питательной  среды,  что  на 175 % больше 
контрольного  значения.  Значительный  стимулирующий  эффект  при  использовании 
комбинации экстракта томатных выжимок и лимонной кислоты обуславливается, возможно, 
функциональным  сочетанием  углеводов,  витаминов  и  каротиноидов,  содержащихся  в 
составе  экстракта  и  действием  лимонной  кислоты,  которая  участвует  в  процессе 
последовательного  окисления  жирных  кислот,  являющихся  активаторами  синтеза  ряда 
ферментов в составе питательной среды.  
 
 
 
 
 

70 
300
250
200
 % К 150
100
50
0
1
2
3
4
5
6
7
8
9
10
11
12
13
14
15
16
мкг/г 
мкг/л
 
а)                             
250
200
150
% К 100
50
0
1
2
3
4
5
6
7
8
9 10 11 12 13 14 15 16
м к г/г 
м к г/л
 
б) 
250
200
150
% К
100
50
0
1
2
3
4
5
6
7
8
9
10
11
12
13
14
15
16
мкг/г 
мкг/л
 
в) 
1–MZ-30- контроль   2-MZ-30+экстракт томатных выжимок (0,8 л)     3-MZ-30+кукурузное масло (1,0 г/л) 
4-MZ-30+экстракт томатных выжимок (0,8 л)+кукурузное масло (1,0 г/л)     5-MZ-30+лимонная кислота (1,0 г/л) 
6-MZ-30+лимонная кислота (1,0 г/л)+экстракт томатных выжимок (0,8 л)  7-MZ-30+кукурузное масло (1,0 г/л)+лимонная кислота (1,0 г/л)   
8-MZ-30+экстракт томатных выжимок (0,8 л)+кукурузное масло (1,0 г/л)+лимонная кислота (1,0 г/л) 
9-MZ -30 + [Fe2NiO(CCl3COO)6(CH3OH)3] (0,5 мг/л) 10 -MZ-30+экстракт томатных выжимок (0,8 л)+ [Fe2NiO(CCl3COO)6(CH3OH)3] (0,5 мг/л) 
11 -MZ-30+кукурузное масло (1,0 г/л)+ [Fe2NiO(CCl3COO)6(CH3OH)3] (0,5 мг/л) 
12-MZ-30+экстракт томатных выжимок (0,8 л)+кукурузное масло (1,0 г/л)+ [Fe2NiO(CCl3COO)6(CH3OH)3] (0,5 мг/л) 
13 - MZ -30 + лимонная кислота (1,0 г/л)+ [Fe2NiO(CCl3COO)6(CH3OH)3] (0,5 мг/л) 
14-MZ-30+экстракт томатных выжимок (0,8 л)+лимонная кислота (1,0 г/л)+ [Fe2NiO(CCl3COO)6(CH3OH)3] (0,5 мг/л) 
15-MZ-30+кукурузное масло (1,0 г/л)+лимонная кислота (1,0 г/л)+ [Fe2NiO(CCl3COO)6(CH3OH)3] (0,5 мг/л) 
16 -MZ -30 + экстракт томатных выжимок (0,8 л)+ кукурузное масло (1,0 г/л)+ лимонная кислота (1,0 г/л)+ [Fe2NiO(CCl3COO)6(CH3OH)3] (0,5 мг/л) 

 
Рисунок 4.9. Влияние состава питательной среды на биосинтез β-каротина (а), 
торулина (б) и торулародина (в)  дрожжами  Rhodotorula gracilis CNMN-YS-03 

 

71 
Следует  отметить,  что  включение  в  состав  среды  для  культивирования  дрожжей 
экстракта  томатных  выжимок,  кукурузного  масла,  лимонной  кислоты  и  координационного 
соединения  железа  в  разнообразных  вариантах  оказывает  различное  влияние  на  биосинтез 
торулина, т.е. его биосинтез находится в прямой зависимости от состава питательной среды 
(рис. 4.9). Исходя  из  результатов,  представленных  на  рисунке,  следует,  что  комбинация:   
экстракт  томатных  выжимок + кукурузное  масло + лимонная  кислота  в  составе 
ферментационной  среды  (вариант  №8),  оказывает  отрицательное  действие  на  биосинтез 
торулина, количество которого уменьшается на 33%. Значительное увеличение содержания 
торулина  в  биомассе  дрожжей,  согласно  представленным  результатам,  наблюдается  при 
культивировании дрожжей Rhodotorula gracilis CNMN-YS-03 на питательной среде, в состав 
которой    дополнительно  входит  только  один  фактор - кукурузное  масло  (вариант  № 3). 
Использование  данного  индуктора  позволило  повысить  и  активизировать  биосинтез  этого 
каротиноида до 7208,29 мкг/л, что в 2,38 раза больше контрольного значения. 
Биосинтез  и  содержание    торулародина    в  биомассе  дрожжей Rhodotorula gracilis 
CNMN-YS-03,  как  следует  из  рисунка 4.9 (в),  зависит  от  состава  питательной  среды.  Как 
видно из представленных данных, некоторые составляющие компоненты питательных  сред 
оказывают ингибирующее действие на биосинтез торулародина. Однако следует отметить и 
положительное  влияние  некоторых  комбинаций.  Так,  культивирование  дрожжей  на 
питательной  среде MZ -30 с  кукурузным  маслом  и    лимонной  кислотой  (вариант  №7) 
позволило  увеличить  до 2730,496 мкг/л  или  на 123,0 % содержание  торулародина  в 
клеточной  массе  дрожжей.  Подобной    степенью  эффективности  обладает  и  наличие  в 
питательной среде индуктора процесса каротинообразования дрожжей – кукурузного масла, 
присутствие  которого  способствует  увеличению  выхода  кислотного  пигмента  дрожжей  на 
103% (вариант № 3). 
На  основании    результатов  исследования  изменения  качественного  состава 
каротиноидного  комплекса  дрожжей  в  зависимости  от  состава  питательной  среды,  были 
рассчитаны  коэффициенты  регрессии  для  β-каротина,  торулина  и  торулародина    по  схеме 
Иейтс  (табл. 4.8, 4.9, 4.10). 
 
 
 
 
 
 
 

72 
Таблица 4.8 
Расчет коэффициентов регрессии по схеме Иейтс для β-каротина 
 
№ 
Результаты 
1 шаг 2 
шаг 3 
шаг 4 
шаг 
К 
Ряд 
п/п 
эксперимента 
регрес
сии 

1474,578  3797,64 11395,72 25666,19 46835,30 2927,21 


2323,062 7598,08 
14270,46 
21169,12 
1519,12 94,94  Х1 

3731,113 7208,40 
11604,51 
1669,09 1942,25 
121,39  Х2 

3866,969 7062,07 
9564,61 -149,97 
-2698,12 
-168,63 Х1Х2 

3152,196  6287,58 
984,34 3654,11 834,83 52,18 
Х3 

4056,200 5316,94 
684,75 -1711,87 
-3253,11 
-203,32 Х1Х3 

3640,661 5152,91 
1401,77 
-1835,89 
-3717,35 
-232,33 Х2Х3 

3421,406 4411,69 
-1551,75 
-862,24 -89,06 -5,57 Х1Х2Х3 

2645,371 848,48 
3800,44 
2874,74 
-4497,07 
-281,07  Х4 
10 
3642,208 135,86 
-146,33 
-2039,91 
-1819,06 
-113,69 Х1Х4 
11 
2456,001 904,00 
-970,64 
-299,59 
-5365,98 
-335,37 Х2Х4 
12 
2860,935 -219,26 
-741,22 
-2953,52 973,65 60,85 Х1Х2Х4 
13 
2896,812 996,84 
-712,63 
-3946,77 
-4914,65 
-307,17 Х3Х4 
14 
2256,104 404,94 
-1123,26 
229,42 
-2653,93 
-165,87 
Х1Х3Х4 
15 
2661,366 -640,71 
-591,90 -410,63 4176,19 
261,01 Х2Х3Х4 
16 
1750,326 -911,04 
-270,33 321,57 732,20 45,76 
Х1Х2Х3Х4 
 
Математический  анализ  представленных  и  рассчитанных  коэффициентов  регрессии 
позволил вывести уравнение регрессии для β-каротина: 
 
Y=2927,21+94,94Х1+121,39Х2-168,63Х1Х2+58,18Х3-203,32 Х1Х3-232,33Х2Х3-5,57Х1Х2Х3-
281,07Х4-113,69Х1Х4-335,37Х2Х4+60,85Х1Х2Х4-307,17Х3Х4-
165,87Х1Х3Х4+261,01Х2Х3Х4+45,76Х1Х2Х3Х4 
 
Согласно  данному  уравнению  регрессии,  можно  констатировать,  что  комбинации 
факторов  в  составе  питательных  сред  могут  оказывать  различное  действие  на  процесс 
биосинтеза  β-каротина  как  в  положительную  сторону,  так  и  в  отрицательную.  Однако 
отметим,  что  наиболее  эффективно  для  получения  наибольшего  количества  β-каротина, 
будет способствовать наличие в составе питательной среды сочетания факторов  - лимонная 
кислота, кукурузное масло и координационное соединение железа (вариант №15) или только 
кукурузного масла (вариант среды № 3). 
 

73 
В  дальнейшем,  по  результатам  изучения  влияния  состава  среды  культивирования 
пигментных  дрожжей  на  синтез  торулина,  были  рассчитаны  коэффициенты  регрессии  по 
схеме Иейтс (табл. 4.9). 
Таблица 4.9 
Расчет коэффициентов регрессии по схеме Иейтс для торулина 
 
№ 
Результаты 
1 шаг 2 
шаг 3 
шаг 4 
шаг 
К 
Ряд 
 п/п 
экспериментов 
регрессии 

3022,362 7858,83 
19792,22 
37275,81 
70266,05 
4391,63 1 

4836,468 11933,39 
17483,59 
32990,24 
-301,52 -18,85  Х1 

7208,291 9612,53 
18455,40 
-2975,53 
-6430,53 
-401,91 Х2 

4725,098 7871,06 
14534,84 
2674,00 
-13641,69 
-852,61 
Х1Х2 

4043,952 9994,09 
-669,09 
2333,09 
-6229,20 
-389,32 Х3 

5568,577 8461,31 
-2306,44 
-8763,62 
-3176,04 
-198,50 
Х1Х3 

5851,062 10882,84 
2106,35 
-9652,99 
-11514,09 
-719,63 
Х2Х3 

2019,998 3652,00 
567,66 
-3988,70 
-6212,01 
-388,25 
Х1Х2Х3 

4616,074 1814,11 
4074,56 
-2308,63 
-4285,57 
-267,85 Х4 
10 
5378,017 -2483,19 
-1741,47 
-3920,57 
5649,53 353,10 
Х1Х4 
11 
3558,456 1524,63 
-1532,78 
-1637,35 
-11096,71 
-693,54 
Х2Х4 
12 
4902,858 -3831,06 
-7230,84 
-1538,69 
5664,29 354,02 
Х1Х2Х4 
13 
4156,715 761,94 
-4297,30 
-5816,03 
-1611,94 
-100,75 
Х3Х4 
14 
6726,125 1344,40 
-5355,69 
-5698,07 
98,67  6,17 
Х1Х3Х4 
15 
2826,873 2569,41 
582,46 
-1058,39 
117,96  7,37 
Х2Х3Х4 
16 
825,1231 -2001,75 
-4571,16 
-5153,62 
-4095,23 
-255,95 
Х1Х2Х3 
Х4 
 
 Обработка    полученных  результатов  математическим  методом  позволила  составить 
уравнение  регрессии    для  торулина,  используя  рассчитанные  коэффициенты  регрессии, 
согласно схеме Иейтс: 
 
Y=4391,63-18,5Х1-401,91Х2-852,61Х1Х2-389,32Х3-198,5Х1Х3-719,63Х2Х3-388,25Х1Х2Х3-
267,85Х4+353,1Х1Х4-693,54Х2Х4+354,02Х1Х2Х4-100,75Х3Х4+6,17Х1Х3Х4+7,37Х2Х3Х4-

255,95Х1Х2Х3Х4 
 

74 
По  данному  уравнению,  можно  проанализировать,  как  различные  факторы  будут 
оказывать  действие  на  биосинтез  торулина  дрожжами.  Согласно  уравнению  регрессии, 
наилучший  позитивный  эффект  на  синтез  этого  пигмента    будет  получен  при 
культивировании штамма дрожжей Rhodotorula gracilis CNMN-YS-03 на питательной среде, 
в  состав  которой  будут  включены  экстракт  томатных  выжимок  и  координационное 
соединение  железа  (вариант  среды  №10)  или  комбинация – экстракт  томатных  выжимок, 
кукурузное масло и координационное соединение железа (вариант среды № 12).    
       Результаты определения содержания торулародина в биомассе дрожжей, полученной на 
питательных  средах,  состав  которых  был  определен  по  матрице  полного  факторного 
эксперимента,  служили  основой  для  рассчета  коэффициентов  регрессии  по  схеме  Иейтс 
(табл. 4.10).  
Таблица 4.10 
Расчет коэффициентов регрессии по схеме Иейтс для торулародина 
 
№ 
Результаты 
К 
1 шаг 2 
шаг 3 
шаг 4 
шаг 
Ряд 
п/п 
экспериментов 
регрессии 

1223,586 2746,34 
6540,69 
12626,03 
25642,46 
1602,65  1 

1522,752 3794,35 
6085,35 
13016,42 
-3263,45 
-203,97  Х1 

2487,409 2999,02 
6747,61 
-3853,78 
-1565,70 
-97,86  Х2 

1306,942 3086,32 
6268,81 
590,33 
-5564,52 
-347,78 Х1Х2 

1798,416 3660,61 
-881,30 
1135,31 
-934,15 -58,38  Х3 

1200,608 3087,01 
-2972,48 
-2701,01 
-2923,80 
-182,74 Х1Х3 

2730,496 4198,11 
711,47 
-3256,49 
-2514,52 
-157,16 Х2Х3 

355,8263 2070,70 
-121,15 
-2308,03 
-3329,69 
-208,11 
Х1Х2Х3 

1742,989 299,17 
1048,01 
-455,34 
390,39 24,40  Х4 
10 
1917,618 -1180,47 87,30 -478,80 
4444,10 277,76  Х1Х4 
11 
1275,081 -597,81 
-573,60 
-2091,18 
-3836,32 
-239,77 Х2Х4 
12 
1811,926 -2374,67 
-2127,41 
-832,62 948,47  59,28 Х1Х2Х4 
13 
1461,782 174,63 
-1479,63 
-960,71 
-23,46 -1,47  Х3Х4 
14 
2736,328 536,85 
-1776,86 
-1553,81 
1258,55 78,66 Х1Х3Х4 
15 
1733,198 1274,55 
362,22 -297,23 
-593,10 -37,07 Х2Х3Х4 
16 
337,502 -1395,70 
-2670,24 
-3032,46 
-2735,23 
-170,95 
Х1Х2Х3 
Х4 
 

75 
 Согласно  данным,  представленным  в  таблице  расчета  коэффициентов  регрессии,  
было  составлено  уравнение  регрессии  для  торулародина - кислотного  пигмента 
каротинсинтезирующих дрожжей: 
 
Y=1602,65-203,97Х1-97,86Х2-347,78Х1Х2-58,38Х3-182,74Х1Х3-157,16Х2Х3-
208,11Х1Х2Х3+24,4Х4+277,76Х1Х4-239,77Х2Х4+59,28Х1Х2Х4-1,47Х3Х4+78,66Х1Х3Х4-
37,07Х2Х3Х4-170,95Х1Х2Х3Х4 
 
 По  составленному  уравнению  регрессии  можно  сделать  заключение  о  выборочном 
влиянии 
комбинации 
факторов 
на 
биосинтез 
торулародина. 
Незначительный 
стимулирующий эффект, как показал анализ составленного уравнения регрессия, на процесс 
накопления торулародина будет наблюдаться при культивировании дрожжей на питательной 
среде,  содержащей  такие  факторы  как  кукурузное  масло,  лимонную  кислоту  и 
координационное  соединение  железа  (вариант  среды  № 15). Лучший  стимулирующий 
эффект на биосинтез каротиноида, согласно рассчитанным коэффициентам регрессии, будет 
оказывать  присутствие  в  питательной  среде  экстракта  томатных  выжимок  и 
координационного  соединения  железа  (вариант  среды  №10).  Незначительное  влияние  на 
данный  биосинтез  торулародина  будет  оказывать  сочетание  факторов:  экстракт  томатных 
выжимок, кукурузное масло и лимонная кислота (вариант среды № 8).  
 Таким  образом,  результаты  проведенных  исследований  позволили    констатировать, 
что  использование методов математического планирования эксперимента в биотехнологии 
культивирования  пигментных  дрожжей  позволяет  не  только  оптимизировать  состав 
питательной  среды  для  получения  максимального  количества  конечного  продукта,  но  и 
предположить влияние сочетания различных факторов на процесс каротинообразования. 
 На  основе  проведенных  экспериментов  по  изучению  влияния  нетрадиционных 
источников  питания,  специфических  индукторов,  предшественников  и  металлокомплексов 
на продуктивность и биосинтез каротиноидов у дрожжей разработаны следующие способы: 
1)  Способ  получения  биомассы  дрожжей  с  повышенным  содержанием   
каротиноидов:  
          К  питательной  среде MZ-30  добавляется  экстракт  томатных  выжимок (0,8 л),  
лимонная кислота концентрацией 1,0 г/л и [Fe2NiO(CCl3COO)6(CH3OH)3] (0,5 мг/л). Вводится 
инокулят  дрожжей  рода Rhodotorula в  количестве 3-5%, от  объема  питательной  среды.  
Культивирование происходит при  температуре +25-27ºC на качалке (180-200 об/мин.), рН – 
5,5-6,5,  освещение 12-15 тыс.  эрг/см2.  Данный  способ  позволит  увеличить  выход 
каротиноидов на этой  питательной среде в 2 раза. 
 

76 
2) Способ получения биомассы дрожжей с повышенным содержанием   β-каротина: 
К  питательной  среде  MZ-30 добавляется  экстракт  томатных  выжимок (0,8 л)  и 
лимонная  кислота,  в  количестве 1,0 г/л.  Вводится  инокулят  дрожжей  рода Rhodotorula в 
количестве 3-5%, от  объема  питательной  среды.  Культивирование  происходит  при  
температуре +25-27ºC, на  качалке (180-200 об/мин),  рН – 5,5-6,5, освещение 12-15 тыс. 
эрг/см2.  Данный способ позволит увеличить выход β-каротина в 1,7 раза. 
3) Способ получения биомассы дрожжей с повышенным содержанием  торулина: 
К  питательной  среде MZ-30 добавляется  кукурузное  масло  концентрацией 1,0 г/л. 
Вводится  инокулят  дрожжей  рода Rhodotorula в  количестве 3-5%, от  объема  питательной 
среды. Культивирование происходит при  температуре +25-27ºC на качалке (180-200 об/мин), 
рН – 5,5-6,5, освещение 12-15 тыс.  эрг/см2.  Данный  способ  позволит  увеличить  выход 
каротиноидов в 2,4 раза. 
4) Способ получения биомассы дрожжей с повышенным содержанием   торулародина: 
К  питательной  среде  MZ-30   добавляется    кукурузное  масло (1,0 г/л)   и  лимонная 
кислота (1,0) мг/л.  Вводится  инокулят  дрожжей  рода Rhodotorula в  количестве 3-5%, от 
объема  питательной  среды.  Культивирование  происходит  при    температуре +25-27ºC на 
качалке (180-200 об/мин),  рН – 5,5-6,5, освещение 12-15 тыс.  эрг/см2.  Данный  способ 
позволит увеличить выход торулародина  в 1,2 раза. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 

77 
ГЛАВА 5 
СПОСОБ ПОЛУЧЕНИЯ ДРОЖЖЕВОЙ БИОМАССЫ С 
ПОВЫШЕННЫМ СОДЕРЖАНИЕМ ЦИНКА 
 
Цинк  является  одним  из  главных  комплексных  биокатионов  в  биохимических 
процессах  и  участвует  на  всех  уровнях  клеточной  организации.  Метаболизированный  в 
структуру  некоторых  белков,  играющих  каталитическую  и  транспортную  роль, 
биологическая  роль  цинка  тесно  связана  с  его  участием  в  ферментных  реакциях, 
происходящих  в  клетке (PALAMARU ş.a., 1996). Примерно  из 60 цинксодержащих 
ферментов,  влияющих  на  белковый  и  фосфорный  метаболизм,  на  фотосинтез  и  регуляцию 
окислительно-восстановительного  потенциала,  особая  роль  отводится  ДНК  и  РНК – 
полимеразам, дипептидазам и основным фосфатазам.  
 Механизм  высокой  биологической  активности  цинка  связан  со  стабильностью 
координационных  связей  с  большинством  внутриклеточных  лигандов.  Обладая  высокой 
способностью  к  комплексации,  цинк  стабилизирует  не  только  структуру  некоторых 
неферментных  белков,  таких  как  α – макроглобулин,  гликопротеин,  но  и  внутриклеточные 
структуры – рибосомы и гликопротеины. Отмечается также значимость цинка в механизме 
наследственности (ШКОЛЬНИК, 1974; УДРИЧЕ, 1981). Данный эффект связан, вероятно, с 
тем,  что  цинк  играет  существенную  роль  во  внутриклеточном  метаболизме  железа 
(ДЕДЮХИНА, 1992), которое,  согласно  литературным  источникам,  является  важным 
элементом  для  осуществления  процессов  дыхания  и  фотосинтеза  у  всех  аэробных 
микроорганизмов (CERDA-OLMEDO, 1989; RUDIC ş.a., 2000). 
Необходимость  цинка  для  метаболизма  микроорганизмов  объясняется  в  первичности 
его  значения  для  широкого  спектра  ферментов,  среди  которых  можно  отметить 
оксидоредуктазы,  трансферазы,  гидролазы,  изомеразы  и  лигазы.  Цинк,  согласно 
литературным данным, оказывает не только стимулирующее действие на синтез некоторых 
биологически активных веществ (белка, фикобилипротеидов, полисахаридов и липидов), но 
и  способствует  активизации  трипсина  в  желудке  рыб (BRAFIELD, KOODIL, 1994;. 
CHIRIAC, 2003).  
Исходя  из  выше  изложенного,  представляет    интерес  изучение  эффективности  
использования  различных  соединений  цинка  для  регуляции  биосинтетических  процессов  у 
пигментных  дрожжей  и  разработка  способа  получения  цинксодержащей  биомассы  для  
использования в составе стартовых кормов личинок рыб.  
 
 

78 
5.1. Продуктивность и биосинтез каротиноидных пигментов 
дрожжами, культивируемыми  в присутствии различных  
соединений цинка 
 
Для отбора соединений цинка, используемых в качестве регуляторов биосинтетических 
процессов  при  культивировании  дрожжей,  изучалось  влияние  различных  соединений  
[Zn(Gly)(DL-Ser)], [Zn(DL-Ala)(DL-Ser)], ZnSO4 7H2O, Zn(CH3COO)2 4H2O 
на 
продуктивность дрожжей и биосинтез каротиноидных пигментов.  
  Дрожжи Rhodotorula gracilis CNMN-YS-03 культивировали  на  питательных  средах 
MS-1  или  MZ-30 c добавлением 5 % инокулята  при  термическом  режиме +25-27°С  на 
качалке (180-200 об/мин) и освещении 12-15 тысяч эрг/см². На пятые сутки культивирования 
биомассу  дрожжей  отделяли  от  культуральной  жидкости  центрифугированием. 
Продуктивность  исследуемой  культуры,  количественное  и  качественное  определение 
каротиноидных пигментов определяли классическими методами (ЕГОРОВА, 1995; TAMAŞ, 
NEAMŢU, 1986). 
На первом этапе изучали влияние координационных соединений цинка [Zn(Gly)(DL-
Ser)]  и [Zn(DL-Ala)(D-Ser)] в  концентрациях 1,0; 5,0; 10,0 мг/л,  на  процесс  аккумуляции 
клеточной массы и биосинтеза каротиноидов.. Данные соединения цинка координированы с 
лигандами  органической  природы,  состоящими  из  двух  аминокислот:  глицин,  серин  и 
аланин, серин, которые, обладают важными свойствами.  
Аланин  в  качестве  Д-изомера,  является  компонентом  клеточной  стенки 
микроорганизмов,  глицин  необходим  для  синтеза  белков,  а  серин  является    заменимой 
кислотой,  которая  участвует  в  биосинтезе  глицина,  серосодержащих  аминокислот 
(метионина, цистеина и триптофана), а также этаноламина, сфинголипидов и, помимо этого, 
служит  источником  одноуглеродного  фермента  (превращение  в  глицин  с  участием 
тетрагидрофолиевой кислоты – ТГФК), который играет важную роль  в биосинтезе холина, 
пуриновых оснований и пиримидинов (BRAFIELD, 1994). 
Проведенные  исследования  показывают,  что  все  используемые  концентрации 
координационных  соединений  цинка  оказали  положительный  эффект  на  процесс 
аккумуляции клеточной массы дрожжей (табл.5.1). Продуктивность дрожжей под действием 
координационных  соединений  цинка  изменяется  в  зависимости  от  концентрации 
исследуемых веществ и от сочетания аминокислот, входящих в них. 
Следует  отметить,  что  наилучшие  результаты  были  получены  при  добавлении  в 
питательную  среду  металлокомплексов [Zn(Gly)(DL-Ser)] и [Zn(DL-Ala)(D-Ser)] в 
концентрациях 5,0 и 10,0 мг/л.  Максимальное  увеличение  продуктивности  биомассы  
 

79 
дрожжей,  по  отношению  к  контролю,  составило 57,28% при  использовании  соединения 
[(Zn(Gly)(DL-Ser)]  в  концентрации 5,0 мг/л,  и 68,29% при  культивировании  штамма  в 
присутствии [Zn(DL-Ala)(D-Ser)] концентрацией 10,0 мг/л.  
Стимулирующий  эффект  координационных  соединений  цинка  на  прирост  клеточной 
массы  дрожжей  рода Rhodotorula, вероятно,  можно  объяснить  основной  функцией  цинка - 
стабилизацией  клеточных    структур,  а  также  наличием  в  них  комбинации  аминокислот 
глицина, серина и аланина, серина.  
Таблица 5.1 
Влияние координационных соединений цинка на продуктивность 
и содержание каротиноидов у дрожжей Rhodotorula gracilis CNMN-YS-03 
 
 

  
 
а
ц

 
/
л

Продуктивность  
Каротиноиды 
 
нтра

мг

ионные
нце
г/л с.в. 
мкг/г с.в. 
мкг/л  
Координ
соединения
Ко
ция
% К 
% К 
% К 
Х1±Х2 
Х1±Х2 
М±м 
1,0 
4,9±0,25 154,14 332,41±8,36 61,03 1628,79±71,87 
94,03 
L-Ser) 
5,0 
5,0±0,26 157,28 352,59±10,65 64,73 1762,93±132,58 
101,78 
Zn(Gly)(D
10,0 
4,61±0,42 145,01 650,01±12,94 119,33 2996,54±12,32 
172,98 
1,0 
4,77±0,36 150,05 365,89±9,68  67,17  1745,27±23,99 
100,75 
5,0 
4,97±0,01 156,34 395,46±10,47 72,56  1965,44±7,35 
113,46 
Ser)] 
[Zn(DL-Ala)(D-
10,0 
5,35±0,08 168,29 458,66±6,83  84,20  2453,81±132,2 
141,66 
MS – 1 (К) 
3,18±0,15 100,00 544,72±13,51 100,00  1732,21±59,4 
100,00 
          
При  изучении  влияния  координационных  соединений  цинка  на  биосинтетическую 
активность дрожжей было установлено, что содержание каротиноидов в биомассе зависело 
от  концентрации  и  природы  используемого  соединения  (табл. 5.1). Наилучшие  результаты 
были  получены  при  культивировании  каротинсинтезирующих  дрожжей  на  питательной 
среде  с Zn(Gly)(D-Ser) концентрацией 10,0 мг/л,  присутствие  которого  способствовало 
 

80 
увеличению суммарного содержания каротиноидов до 2996,54 мкг/л, что на 72,98 % больше 
по сравнению  с контролем.  
Изменение качественного состава каротиноидного комплекса дрожжей Rhodotorula 
gracilis CNMN-YS-03 в результате культивирования штамма на питательной среде MS – 1 с 
координационными соединениями цинка представлено на рисунке 5.1.   
Анализ  полученных  результатов  показал,  что  содержание  β-каротина,  торулина  и 
торулародина в биомассе дрожжей варьирует в зависимости от природы лигандов, входящих 
в состав координационных соединений, и их концентрации в питательной среде.  
      
 
 
 
β-каротин
торулин
117
132
120
109
 
140
101
102
97
96
120
95
101
92
99
102
100
 
100
80
 
80
% К 60
60
% К
 
40
40
 
20
20
0
 
1
5
10
1
5
10
-
1
5
10
1
5
10
 
Zn(Gly)(DL- Zn(DL-Ala)(D-
Ser)
Ser)
Zn(Gly)(DL-Ser)
Zn(DL-Ala)(D-Ser)
        
 
а)                                                                                               б) 
торулародин
 
157
 
160
140
 
116
109
110
120
 
97
98
100
 
% К 80
 
60
 
40
20
 
0
1
5
в
10 
1
5
10
 
Zn(Gly)(DL-Ser)
Zn(DL-Ala)(D-Ser)
 
 
 
 
 
 
 
с) 
Рисунок 5.1. Влияние координационных соединений цинка на содержание β-каротина 
(а), торулина (б) и торулародина (в) в биомассе дрожжей  
Rhodotorula gracilis CNMN-YS-03 
 
 

81 
 На  рисунке 5.1 (а)  видно,  что  содержание  β-каротина    в 1 грамме  сухой  биомассы  
увеличивается  при  повышении  концентрации  координационных  соединений  цинка  в 
питательной среде. Так, при выращивании пигментных дрожжей в присутствии [Zn(Gly)(DL-
Ser)] максимальной концентрации (10,0 мг/л) наблюдается повышение содержания данного 
пигмента на 31,79 % по сравнению с контролем.  
 Исследования  показали,  что  на  синтетической  среде MS-1 с  соединениями 
[Zn(Gly)(DL-Ser)] и [Zn(DL-Ala)(D-Ser)] биосинтез торулина увеличивается от 109 до 117% 
по  отношению  к  контролю  (рис.5.1 (б)).  Наибольшее  содержание  торулина  в 1 г  сухой 
биомассы  на 17,03% больше  по  сравнению  с  контрольным  образцом,  отмечалось  при 
наличии  в  питательной  среде  координационного  соединения [Zn(DL-Ala)(D-Ser)] 
концентрацией 5,0 мг/л. 
Изучение динамики накопления торулародина дрожжами Rhodotorula gracilis CNMN-
YS-03  в  присутствии  координационных  соединений  цинка  (рис. 5.1 (в))  позволило 
констатировать,  что  синтез  ксантофилла  находится  в  тесной  связи  с  концентрацией 
используемых  веществ.  Культивирование  пигментных  дрожжей  на  питательной  среде  в 
присутствии [Zn(Gly)(DL-Ser)] в  концентрации 10,0 мг/л  способствовало  максимальному 
увеличению содержания торулародина - на 56,95 % больше по отношению к контролю.  
Таким  образом,  в  результате  проведенных  исследований  следует  отметить,  что 
увеличение  содержания  отдельных  компонентов  каротиноидного  комплекса - β-каротина, 
торулина и торулародина - в биомассе дрожжей наблюдается при увеличении концентрации 
вносимых  в  питательную  среду  координационных  соединений  цинка,  в  частности 
[Zn(Gly)(DL-Ser)].    
 В  дальнейшем  была  изучена  динамика  аккумуляции  цинка  в  биомассе  дрожжей 
Rhodotorula gracilis CNMN-YS-03.  В  экспериментах  были  использованы  соединения  
[Zn(Gly)(DL-Ser)], ZnSO4 7H2O 
и Zn(CH3COO)2 4H2O. 
Результаты 
проведенных 
исследований представлены на рисунке 5.2.  
           Анализ полученных результатов показал, что динамика аккумуляции цинка зависит от   
концентрации  веществ,  присутствующих  в  питательной  среде.  Отметим,  что  в  наибольшей 
степени  штамм  дрожжей Rhodotorula gracilis CNMN-YS-03 аккумулирует  соединения 
Zn(CH3COO)2 4H2O (15,0 мг/л)  и [Zn(Gly)(DL-Ser)] (15,0 мг/л).  Содержание  цинка  в 
биомассе, при этом составляет соответственно 2,21 и 1,85 мг%.  
 
 

82 
 
9
0,75
0,473
7
0,26
2,21
5
1,876
о
единения

1,52
С 3
1,85
1,403
1
0,85
мг%
 
1- [ Zn(Gly)(DL-Ser)] (5 мг/л)   2- [ Zn(Gly)(DL-Ser)] (10 мг/л)       3-[ Zn(Gly)(DL-Ser)] (15 мг/л) 
4- Zn(CH3COO)2 4H2O  (5мг/л) 5- Zn(CH3COO)2 4H2O  (10 мг/л)  6 - Zn(CH3COO)2 4H2O  (15 мг/л) 
7 - ZnSO4   7H2O (5 мг/л)         8 - ZnSO4   7H2O (10 мг/л)            9 - ZnSO4   7H2O (15 мг/л) 
Рисунок 5.2. Динамика аккумуляции цинка в биомассе дрожжей 
       Использование  данных  соединений  в  составе  сред  для  культивирования  дрожжей  
представляет 
большой 
практический 
интерес. 
Таким 
образом, 
использование 
Zn(CH3COO)2 4H2O  позволит  дополнить  питательную  среду  органическим    углеродом  и 
индуцировать синтез  каротиноидных пигментов дрожжами, а  применение [Zn(Gly)(DL-Ser)] 
- аминокислотами глицин и серин, используемых дрожжевыми микроорганизмами в качестве 
дополнительных источников азота и способствующих улучшению качества аминокислотного 
состава дрожжей (КВАСНИКОВ, 1980; ЕЛИНОВ, 1989).  
Исходя  из  перспективы  дальнейшего  использования  цинксодержащей  биомассы  в 
аквакультуре,  было  изучено  изменение  аминокислотного  состава  дрожжевой  биомассы  в 
зависимости от соединений цинка, присутствующих в питательной среде. 
 Аминокислотный  состав  биомассы  дрожжей,  выращенных  на  питательной  среде  с 
соединениями  [Zn(Gly)(DL-Ser)],  ZnSO4 7H2O  и  Zn(CH3COO)2 4H2O  представлен  в 
таблице 5.2. 
Согласно  представленным  данным,  можно  констатировать  наибольшие  количества 
таких аминокислот, как треонин (5,7%), лизин (5,9%), аспарагиновая кислота (8,43%), аланин 
(6,26%),  лейцин (7,58%) и  валин (7,95%), а  также  наибольший  процент  иммуноактивных 
аминокислот (64,25%) характерных  для  биомассы  дрожжей Rhodotorula gracilis CNMN-YS-
03,  полученной  после  культивирования  на  питательной  среде MZ-30 в  присутствии 
[Zn(Gly)(DL-Ser)] концентрацией 10,0 мг/л. 
 
 
 
 

83 
Таблица 5.2 
Аминокислотный состав биомассы дрожжей Rhodotorula gracilis CNMN-YS-03, при  
культивировании в присутствии соединений цинка (% от  суммы) 
 
Аминокислоты 
Контроль 
Zn(CH3COO)2
[Zn(Gly)(DL-
ZnSO
4H
4  7H2O 
2O 
Ser)] 
Цистеиновая кислота 
0,15 0,00  0,8  1,04 
Таурин 
0,20 0,00  0,0  0,00 
Фосфоэтаноламин 
0,00 0,00  0,0  0,00 
Аспарагиновая кислота** 
0,00 1,65  8,1  8,43 
Гидроксипролин 
0,00 0,00  0,0  0,00 
Треонин*/** 
3,45 0,75  5,6  5,70 
Серин** 
3,79 1,33  6,7  5,90 
Аспарагин** 
0,00 0,00  0,0  0,00 
Глутаминовая кислота** 
20,40 0,24  14,1 14,13 
Глутамин** 
0,00 0,00  0,0  0,00 
α-аминоадипиновая кислота 
0,00 0,00  0,0  0,00 
Пролин 
3,27 1,33  5,9  5,50 
Глицин** 
3,88 0,12  5,1  4,82 
Аланин** 
5,57 0,12  5,7  6,26 
Цитруллин 
0,00 0,00  0,0  0,00 
α-аминомасляная кислота 
0,00 0,00  0,0  0,00 
Валин*/** 
7,56 0,91  7,1  7,95 
Цистин** 
6,54 1,71 10,2 10,51 
Цистатианин 
0,00 0,00  0,0  0,00 
Метионин* 
2,68 0,00  0,0  0,04 
Изолейцин* 
2,30 0,21  3,1  2,89 
Лейцин* 
5,35 0,96  7,0  7,58 
Тирозин 
1,41 0,43  3,4  2,89 
Фенилаланин* 
2,23 0,43  4,8  3,97 
β-аланин 
0,00 0,00  0,0  0,00 
β-аминомасляная кислота 
0,00 0,00  0,0  0,00 
γ-аимномасляная кислота 
0,33 0,10  0,4  3,97 
Орнитин 
0,22 0,16  0,2  0,24 
Этаноламин 
0,20 0,00  0,0  0,00 
Лизин* 
8,05 0,85  5,5  5,90 
1-метилгистидин 
0,00 0,00  0,0  0,00 
Гистидин* 
3,57 3,73  2,4  2,25 
3 – метилгистидин 
0,00 0,00  0,0  0,00 
Триптофан*/** 
6,46 3,73  0,6  0,56 
Аргинин 
5,47 3,73  3,2  0,03 
Σ аминокислот 
100,00 100,00  100,0  100,00 
Σ Заменимых аминокислот 
52,87 68,69 41,62  36,6 
Σ Незаменимых аминокислот* 
47,13 31,31 58,38 63,40 
Σ   иммуноактивных 
61,01 62,62 63,06 64,25 
аминокислот** 
 

84 
Культуральная  жидкость,  которая  является  вторичным  продуктом  получения 
каротиноидных  пигментов,  представляет  собой  широкий  комплекс  экзометаболитов 
дрожжей Rhodotorula gracilis CNMN-YS-03, представленных  липидами,  аминокислотами  и 
витаминами.  
Экзолипиды,  включающие  в  себя  фосфолипиды,  глицериды,  свободные  жирные 
кислоты,  стерины  и  триглицериды,  составляют 1,36 г  на 1 л  культуральной  жидкости. 
Содержание аминокислот представлено в таблице 5.3. 
Таблица 5.3 
Аминокислотный состав культуральной жидкости  дрожжей Rhodotorula gracilis 
CNMN-YS-03  при  культивировании в присутствии соединений цинка  
 
Аминокислоты % 
от суммы 
Аминокислоты 
% от суммы 
Цистеиновая кислота 0,68 
Изолейцин* 0,51 
Таурин 0,12 
Лейцин* 1,32 
Фосфоэтаноламин 0,00 
Тирозин 2,23 
Аспарагиновая кислота** 7,38 
Фенилаланин* 0,94 
Гидроксипролин 0,00 
β-аланин 0,00 
Треонин*/** 3,89 
β-аминомасляная кислота 0,00 
Серин** 4,42 
γ-аимномасляная кислота 0,02 
Аспарагин** 0,00 
Орнитин 0,00 
Глутаминовая кислота** 37,96 
Этаноламин 0,01 
Глутамин** 0,00 
Лизин* 2,85 
α-аминоадипиновая кислота 0,00 
1-метилгистидин 0,00 
Пролин 10,33 
Гистидин* 0,88 
Глицин** 7,51 

– 
метилгистидин 0,00 
Аланин** 4,33 
Триптофан*/** 2,41 
Цитруллин 0,00 
Аргинин* 0,97 
α-аминомасляная кислота 0,00 
Σ аминокислот 100,00 
Валин*/** 2,38 
Σ Заменимых аминокислот 18,43 
Цистин** 7,40 
Σ Незаменимых аминокислот * 
70,19 
Цистатианин 0,00 
Σ   иммуноактивных аминокислот** 73,26 
Метионин* 1,41 
 
Согласно  данным,  культуральная  жидкость  дрожжей  характеризуется  наличием  в 
своем  составе  большого  количества  иммуноактивных  аминокислот - 73,26% от  общего 
количества,  которые  представлены,  в  основном,  валином (2,38%), треонином (3,89 %), 
лизином (2,85 %), цистином (7,40%), аланином (4,33 %), глицином (7,51 %), триптофаном 
(2,41 %) и глутаминовой кислотой (37,96%). 
Таким  образом,  на  основании  полученных  результатов  можно  сделать  заключение, 
что  культивирование  дрожжей Rhodotorula gracilis CNMN-YS-03 на  питательной  среде, 
 

85 
содержащей  в  своем  составе  координационное  соединение [Zn(Gly)(DL-Ser)], позволяет  не 
только  увеличить  продуктивность  биомассы  (на 57,3%), но  и  дополнительно  обогатить  ее 
цинком  (1,85 мг%) и другими биологически активными веществами.  
 
5.2.Оптимизация  среды для культивирования дрожжей Rhodotorula 
gracilis CNMN-YS-03 и разработка способа получения цинксодержащей 
биомассы 
 
 Успехи,  достигнутые  в  последние  годы  при  изучении  оптимизации  биологических 
процессов, зависящих от большого числа факторов, стали возможными благодаря широкому 
применению  математических  методов  планирования  эксперимента.  Оптимизация 
биологического процесса сводится к экспериментальному отысканию условий, при которых 
выход  процесса  по  интересующей  нас  характеристике  достигает  максимального  значения 
(МАКСИМОВ, 1980). Условия протекания процесса  определяются комплексом факторов, от 
которого зависит его выход. В случае подбора оптимальных сред, этот комплекс включает в 
себя  химический  состав  питательной  среды  и  условия  культивирования  организмов,  таких 
как температура, аэрация, свет и др.   
В  практике  часто  проводится  подбор  оптимального  химического  состава  сред  при 
заданных  условиях  культивирования  или  проводится  оптимизация  по  группе  факторов 
(например,  химические  компоненты  среды).  Оптимальной  считается  среда,  на  которой  при 
заданных  условиях  культивирования  достигается  максимальный  выход  процесса,  в 
частности,  биомассы,  т.е.  оптимальной  можно  считать  среду,  химический  состав  которой 
наиболее полно удовлетворяет физиологические потребности культуры (QIU HONG-DUON, 
2001).  
В  результате  исследований,  представленных  в  главе 4, была  установлена 
эффективность  использования  нетрадиционных  источников  питания,  предшественников, 
индукторов  и  координационных  соединений  в  составе  среды MZ -30 для  культивирования 
дрожжей Rhodotorula gracilis CNMN-YS-03, на основании чего перед нами была поставлена 
задача оптимизировать состав питательной среды для получения максимального количества 
цинксодержащей биомассы пигментных дрожжей.  
Для  решения  поставленной  задачи,  в  соответствии  с  планом  математического 
планирования  эксперимента  в  биологии,  была  составлена  матрица  полного  факторного 
эксперимента  (табл. 5.4). В  качестве  факторов,  влияющих  на  продуктивность  штамма 
Rhodotorula gracilis CNMN-YS-03, исследовали  экстракт  томатных  выжимок,  кукурузное 
 

86 
масло,  лимонную  кислоту,  координационное  соединение [Zn(Gly)(DL-Ser)]. В  качестве 
контроля использовалась питательная среда MZ -30. 
Таблица 5.4 
Матрица полного факторного эксперимента ПФЭ 2² 
 
Экстракт 
Лимонная 
Zn(Gly)(DL-
томатных 
Кукурузное масло 
Фактор 
кислота 
Ser) 
выжимок 
Х1 
Х2 
Х3 
Х4 
Нижний уровень (-) 
0,1 0,5  0,5 5,0 
Верхний уровень 
1,0 2,0  3,0 
15,0 
(+) 
Единица измерения 
л 
г/л 
г/л 
мг/л 
Эксперименты   1 
- -  - - 

+ -  - - 

- +  - - 

+ +  - - 

- -  + 


+ -  + - 

- +  + - 

+ +  + + 

- -  - 

10 
+ -  - + 
11 
- +  - + 
12 
+ +  - + 
13 
- -  + 

14 
+ -  + 

15 
- +  + 

16 
+ +  + + 
 
Где: 
1–MZ-30 (контроль); 
2-MZ-30+экстракт томатных выжимок (0,8 л); 
3-MZ-30+кукурузное масло (1,0 г/л); 
4-MZ-30+экстракт томатных выжимок (0,8 л)+кукурузное масло (1,0 г/л); 
5-MZ-30+лимонная кислота (1,0 г/л); 
6-MZ-30+лимонная кислота (1,0 г/л)+экстракт томатных выжимок (0,8 л); 
7-MZ-30+кукурузное масло (1,0 г/л)+лимонная кислота (1,0 г/л); 
8-MZ-30+экстракт томатных выжимок (0,8 л)+кукурузное масло (1,0 г/л)+ 
   лимонная кислота (1,0 г/л); 
9-MZ -30 + [Zn(Gly)(DL-Ser)] (10,0 мг/л г/л); 
10 -MZ-30+экстракт томатных выжимок (0,8 л)+ [Zn(Gly)(DL-Ser)] (10,0 мг/л); 
 

87 
11 -MZ-30+кукурузное масло (1,0 г/л)+ [Zn(Gly)(DL-Ser)] (10,0 мг/л); 
12-MZ-30+экстракт томатных выжимок (0,8 л)+кукурузное масло (1,0 г/л)+ 
       [Zn(Gly)(DL-Ser)] (10,0 мг/л); 
13 - MZ -30 + лимонная кислота (1,0 г/л)+ [Zn(Gly)(DL-Ser)] (10,0 мг/л); 
14 -MZ-30+экстракт томатных выжимок (0,8 л)+лимонная кислота (1,0 г/л)+  
     [Zn(Gly)(DL-Ser)] (10,0 мг/л); 
15-MZ-30+кукурузное масло (1,0 г/л)+лимонная кислота (1,0 г/л)+ 
     [Zn(Gly)(DL-Ser)] (10,0 мг/л); 
16 -MZ-30 + экстракт томатных выжимок (0,8 л)+ кукурузное масло (1,0 г/л)+ 
      лимонная кислота (1,0 г/л)+ [Zn(Gly)(DL-Ser)] (10,0 мг/л). 
 
В  соответствии  с  составленной  матрицей  были  проведены  эксперименты  для 
получения  оптимального  соотношения  компонентов  питательной  среды,  которое 
обеспечивало  бы  максимальный  выход  дрожжевой  биомассы.  Результаты  проведенных 
исследований представлены в таблице 5.5. 
         Согласно  представленным  результатам,  можно  констатировать,  что  использование 
компонентов среды в различных комбинациях оказывает различный стимулирующий эффект 
на продуктивность биомассы дрожжей. Так, культивирование штамма на питательной среде 
с    экстрактом  томатных  выжимок,  кукурузным  маслом  и  координационным  соединением  
[Zn(Gly)(DL-Ser)] способствует максимальному выходу дрожжевой биомассы - 16,31 г/л с.в., 
что  на 136,89 % выше  контрольного  значения.  Количество  каротиноидов  в  биомассе 
составляет 483,30 мкг/г с.в. 
Стимулирующий  эффект  объясняется,  вероятно,  тем,  что  использование  данной 
комбинации  в  составе  питательной  среды  наиболее  полно  удовлетворяет  физиологические 
потребности  культуры.  Экстракт  томатных  выжимок  обеспечивает  дрожжевую  клетку 
дополнительным источником энергии за счет наличия в своем составе не только сахаров, но 
и  других  питательных  элементов,  кукурузное  масло  придает  текучесть  клеточным 
мембранном,  а  жирные  кислоты,  входящие  в  его  состав,  являются  активаторами  ряда 
ферментов,  катализирующих    жизненно  важные  процессы,  а  цинк,  в  свою  очередь, 
стабилизирует внутриклеточную структуру.  
 
 
 
 
 

88 
Таблица 5.5 
Влияние состава питательной среды на  продуктивность и биосинтез каротиноидов 
дрожжами Rhodotorula gracilis CNMN-YS-03 
 
 
Биомасса 
Каротиноиды 
 
№ 
Варианты 
г/л с.в. 
мкг/г с.в. 
п/п 
% К 
% к 
Х1±Х2 
Х1±Х2 

MZ -30 (контроль) 
6,89±0,23 
100,00
439,688±36,79 
100,00 
MZ -30+экстракт томатных выжимок 

14,86±1,64 
215,83
591,732±37,65 
131,58 
(0,8 л) 

MZ -30+кукурузное масло (1,0  г/л) 
10,85±1,85 
157,59
881,442±40,06 
200,47 

MZ -30+экстракт томатных выжимок 
9,81±0,87 
142,54
662,697±35,23 
150,72 
 
(0,8 л)+кукурузное масло (1,0  г/л) 
 

11,8±0,63 
171,30
740,347±37,12 
168,38 
MZ -30+лимонная кислота (1,0 г/л) 
MZ -30+лимонная кислота (1,0 

9,69±1,02 
140,72
682,659±28,96 
155,26 
г/л)+экстракт томатных выжимок (0,8 л) 
MZ -30+кукурузное масло (1,0  г/л)+ 

7,71±0,26 
111,96
788,712±3,24 
179,38 
лимонная кислота (1,0 г/л) 
MZ -30+экстракт томатных выжимок 

(0,8 л)+кукурузное масло (1,0  
10,16±0,43 
147,53
376,593±32,74 
85,65 
г/л)+лимонная кислота (1,0 г/л) 

MZ -30+[Zn(Gly)(DL-Ser)] (10,0 мг/л) 
7,37±0,35 
107,06
516,964±48,61 
117,58 
MZ -30+экстракт томатных выжимок 
10 
10,38±1,07 
150,81
564,171±32,55 
128,31 
(0,8 л)+ [Zn(Gly)(DL-Ser)] (10,0 мг/л) 
MZ -30+кукурузное масло (1,0  г/л)+ 
11 
6,96±0,12 
101,05
535,309±43,24 
121,75 
[Zn(Gly)(DL-Ser)] (10,0 мг/л) 
MZ-30+экстракт томатных выжимок (0,8 
12 
л)+кукурузное масло (1,0  г/л)+ 
16,31±0,86 
236,89
483,300±30,94 
109,91 
[Zn(Gly)(DL-Ser)] (10,0 мг/л) 
MZ -30+лимонная кислота (1,0 г/л)+ 
13 
6,56±0,42 
95,32 
328,556±31,27 
74,72 
[Zn(Gly)(DL-Ser)] (10,0 мг/л) 
MZ -30+лимонная кислота (1,0 
14 
г/л)+экстракт томатных выжимок (0,8 
10,56±0,91 
153,38
389,968±25,64 
88,69 
л)+ [Zn(Gly)(DL-Ser)] (10,0 мг/л) 
MZ -30+кукурузное масло (1,0  
15 
г/л)+лимонная кислота  
9,51±0,89 
123,53
307,658±30,05 
69,97 
(1,0 г/л)+[Zn(Gly)(DL-Ser)] (10,0 мг/л) 
MZ -30+экстракт томатных выжимок 
(0,8 л)+кукурузное масло (1,0  
16 
г/л)+лимонная кислота (1,0 г/л)+ 
12,56±1,21 
182,37
576,543±21,13 
131,13 
[Zn(Gly)(DL-Ser)] (10,0 мг/л) 
 
 

89 
         Изменения  качественного  состава  каротиноидного  комплекса  при  культивировании 
дрожжей Rhodotorula gracilis CNMN-YS-03 на  питательных  средах,  содержащих  сочетание 
различных  факторов,  согласно  составленной  матрицы  полного  факторного  эксперимента, 
представлены на рисунке  5.3 (а, б, в).  Установлено, что биосинтез β-каротина не изменяется 
по  сравнению  с  контролем  при  выращивании  дрожжей  в  присутствии  лимонной  кислоты, 
кукурузного масла и координационного соединения цинка (вариант среды №15) (рис. 5.2 (а)). 
Ингибирующий  эффект (33%) на  синтез  главного  пигмента  дрожжей,  обладающего 
провитаминным  действием,  как  показали  результаты  экспериментов,  проявляется  при 
сочетании  в  составе  питательной  среды MZ-30 лимонной  кислоты  и  соединением 
[Zn(Gly)(DL-Ser)] (вариант  среды  № 13) и  составил 41,654 мкг/г  с.в.  Максимальное 
содержание  β-каротина  в  клеточной  массе  дрожжей (323,577 мкг/г  с.в.,  что  на 159,51 % 
больше  контроля)  наблюдалось  при  культивировании  дрожжей Rhodotorula gracilis CNMN-
YS-03 на среде, в состав которой включены экстракт томатных выжимок и лимонная кислота 
(вариант среды № 6). 
Следует  отметить,  что  содержание  торулина  в  дрожжевой  биомассе  варьирует    в 
зависимости  от  состава  питательной  среды  (рис.5.3 (б)).  Таким  образом,  положительное 
действие  на  процесс  биосинтеза  пигмента  оказывает  присутствие  в  среде  культивирования 
кукурузного масла, и составило 289,097 мкг/г с.в., что на 88,67% больше контроля (вариант 
среды  № 3). Сильный  ингибирующий  эффект,  согласно  представленным  результатам, 
оказывает  сочетание  экстракт  томатных  выжимок + лимонная  кислота + координационное 
соединение [Zn(Gly)(DL-Ser)] (вариант среды №14). 
Содержание  торулародина  в  клеточной  массе  дрожжей Rhodotorula gracilis CNMN-
YS-03,  как  показали  результаты  проведенных  экспериментов,  в  большинстве  случаев 
ингибируется  (рис. 5.3 (в)).  Однако,  стимулирующее  действие  на  биосинтез  пигмента 
отмечается  при  включение  в  состав  среды  культивирования  дрожжей  кукурузного  масла  
(289,26 мкг/г с.в., что на 78,81 % больше контроля), лимонной кислоты (267,98 мкг/г с.в., что 
на 65,65 % больше контроля) и  сочетания факторов кукурузное масло и лимонная кислота -
313,25 мкг/г с.в., что на 93,64 % больше контроля (вариант среды №7). 
 
 
 
 
 
 
 

90 
 
 
β-каротин
 
148,44
15
98,70
 
115,00
13
33,41
138,35
 
11
114,93
164,85
9
105,67
 
170,96
7
196,18
259,51
 
5
231,25
223,44
3
215,34
 
143,57
1
100
а) 
 
 
торул ин
167,30
 
15
61,76
18,76
 
13
135,63
89,80
11
163,30
 
154,19
9
161,90
56,24
 
7
167,25
129,25
5
159,08
 
130,06
3
188,67
100
134,72
 
1
б) 
 
 
торулародин
83,52
15
55,61
 
134,65
13
48,88
107,06
 
11
87,64
75,63
9
84,76
 
50,01
7
193,64
64,42
 
5
165,66
94,67
3
178,81
 
112,75
1
100
 
в) 
1–MZ-30  (контроль) 
2-MZ-30+экстракт томатных выжимок (0,8 л) 
3-MZ-30+кукурузное масло (1,0 г/л) 
4-MZ-30+экстракт томатных выжимок (0,8 л)+кукурузное масло (1,0 г/л) 
5-MZ-30+лимонная кислота (1,0 г/л) 
6-MZ-30+лимонная кислота (1,0 г/л)+экстракт томатных выжимок (0,8 л) 
7-MZ-30+кукурузное масло (1,0 г/л)+лимонная кислота (1,0 г/л) 
8-MZ-30+экстракт томатных выжимок (0,8 л)+кукурузное масло (1,0 г/л)+лимонная кислота (1,0 г/л) 
9-MZ -30 + [Zn(Gly)(DL-Ser)] (10,0 мг/л) 
10 -MZ-30+экстракт томатных выжимок (80г/л)+ [Zn(Gly)(DL-Ser)] (10,0 мг/л) 
11 -MZ-30+кукурузное масло (1,0 г/л)+ [Zn(Gly)(DL-Ser)] (10,0 мг/л) 
12-MZ-30+экстракт томатных выжимок (0,8 л)+кукурузное масло (1,0 г/л)+ [Zn(Gly)(DL-Ser)] (10,0 мг/л) 
13 - MZ -30 + лимонная кислота (1,0 г/л)+ [Zn(Gly)(DL-Ser)] (10,0 мг/л) 
14-MZ-30+экстракт томатных выжимок (0,8 л)+лимонная кислота (1,0 г/л)+ [Zn(Gly)(DL-Ser)] (10,0 мг/л) 
15-MZ-30+кукурузное масло (1,0 г/л)+лимонная кислота (1,0 г/л)+[Zn(Gly)(DL-Ser)] (10,0 мг/л) 
16 -MZ -30 + экстракт томатных выжимок (0,8 л)+ кукурузное масло (1,0 г/л)+лимонная кислота (1,0 г/л)+ [Zn(Gly)(DL-Ser)] (10,0 мг/л) 
 
Рисунок 5.3. Влияние состава питательной среды на биосинтез β-каротина (а), торулина 
(б) и торулародина (в) дрожжами Rhodotorula gracilis CNMN-YS-03 
 
 

91 
        На  основании  результатов,  полученных  при  проведении  экспериментов,  согласно 
матрице  полного  факторного  эксперимента  производился  расчет  коэффициентов  регрессии 
по схеме Иейтс для получения более полной информации обо всех существующих в системе 
взаимодействиях  исследуемых  факторов,  действующих  на  продуктивность  биомассы 
дрожжей Rhodotorula gracilis CNMN-YS-03  (табл. 5.6).  
Таблица 5.6 
Определение коэффициентов регрессии по схеме Иейтса 
Результаты 
№ п/п 
1 шаг 2 
шаг 3 
шаг 4 
шаг 
К регрессии 
Ряд 
эксперимента 

6,89 
21,75 42,41 81,77 164,98  10,31 


14,86 
20,66 39,36 83,21 29,68 
1,86 
Х1 
3 10,85 
21,49 
41,02 
7,27 
8,76 
0,55  Х2 

9,81 
17,87 42,19 22,41  3,94 
0,25 
Х1Х2 
5 11,80 
17,75 
6,93 
-4,71 
-1,88 
-0,12  Х3 
6 9,69 
23,27 
0,34 
13,47 
-8,90 
-0,56 
Х1Х3 
7 7,71 
17,12 
12,36 
-4,45 
-0,10 
-0,01 
Х2Х3 
8 10,16 
25,07 
10,05 
8,39 
9,28 
0,58 
Х1Х2Х3 
9 7,37 
7,97 
-1,09 
-3,05 
1,44 
0,09 Х4 
10 10,38 -1,04 
-3,62 
1,17 
15,14 
0,95 Х1Х4 
11 6,96 -2,11 
5,52 
-6,59 
18,18 
1,14 Х2Х4 
12 16,31 2,45 
7,95 
-2,31 
12,84 
0,80 
Х1Х2Х4 
13 6,56 3,01 
-9,01 
-2,53 
4,22 
0,26 Х3Х4 
14 
10,56 
9,35 4,56 2,43 4,28 
0,27 
Х1Х3Х4 
15 9,51 4,00 
6,34 
13,57 
4,96 
0,31 
Х2Х3Х4 
16 15,56 6,05 
2,05 
-4,29 
-17,86 
-1,12 
Х1Х2Х3Х4 
 
 Математический  анализ  результатов  полного  факторного  эксперимента  показывает  
зависимость  продуктивности  биомассы    дрожжей Rhodotorula gracilis CNMN-YS-03 от  
факторов питательной среды в виде уравнения регрессии: 
 
У=10,31+1,86X1+0,55X2+0,25X1X2-0,12X3-0,56X1X3-
0,01X2X3+0,58X1X2X3+0,09X4+0,95X1X4+1,14X2X4+0,80X1X2X4+0,26X3X4+0,27X1X3X4
+0,X2X3X4-1,12Х1X2X3X4 
 

92 
 Составленное  уравнение  регрессии  является  прямой  зависимостью  продуктивности 
клеточной массы дрожжей от комбинации компонентов, используемых в питательной среде. 
Исходя  из  полученного  уравнения  регрессии,  можем  предположить,  что  использование  в 
питательной  среде MZ-30 только  экстракта  томатных  выжимок  различных  концентраций 
(вариант  № 2) позволит  наилучшим  образом  увеличить  продуктивность  дрожжевой 
биомассы. Примерно одинаковой степенью эффективности на данный показатель, согласно 
составленному  уравнению  регрессии,  будут  проявлять  сочетания  таких  факторов,  как 
экстракт  томатных  выжимок + координационное  соединение  цинка  (Х1Х4)  и  экстракт 
томатных  выжимок + кукурузное  масло + координационное  соединение  цинка  (Х1Х2Х4). 
Ингибирующий  или  слабо  стимулирующий  эффект  на  продуктивность  биомассы  будет 
проявляться  при  культивировании  каротинсинтезирующих  дрожжей  на  питательной  среде 
MZ-30, в состав которой будут включены экстракт томатных выжимок и лимонная кислота 
(Х1Х3). 
Таким  образом,  результаты  проведенных  исследований  позволили  сделать 
заключение,  что    использование  методов  математического  планирования  эксперимента  в 
биотехнологии  культивирования  пигментных  дрожжей  дают  возможность  не  только 
оптимизировать  состав  питательной  среды  для  получения  максимального  количества 
цинксодержащей  биомассы,  но  и  предположить  эффективность  взаимодействия  различных 
факторов на продуктивность клеточной массы дрожжей.   
На  основании  проведенных  экспериментов  по  изучению  влияния  нетрадиционных 
источников  питания,  специфических  индукторов,  предшественников  и  координационных 
соединений цинка на продуктивность дрожжей Rhodotorula gracilis CNMN-YS-03 разработан 
способ получения цинксодержащей биомассы, который включает в себя следующие этапы: 
 а) В питательную среду MZ-30 вносится 0,8 л экстракта томатных выжимок, 1,0 г/л 
кукурузного  масла  и 10,0 мг/л [Zn(Gly)(DL-Ser)]. Добавляется  инокулят  дрожжей  в 
количестве 5% от объема питательной среды. 
 б) Культивирование проводится при следующих параметрах: температура + 25-27° С, 
на качалке (180-200 об/мин),  рН среды  5,6 -6,0, освещение 12-12 тысяч ерг/см². 
с) На пятый день культивирования биомасса отделяется от культуральной жидкости 
путем  центрифугирования  при 3000 об/мин,  на  холоде  добавляется  антиоксидант  (α-
токоферол  в  количестве 0,5%). В  биомассе  определяется  содержание  цинка.  Полученная  
сухая биомасса может быть использована для приготовления  стартового корма для  личинок 
рыб.  Культуральная жидкость может быть  использована  для получения биопрепарата для 
стимулирования жизнеспособности икры рыб. 
 

93 
ГЛАВА 6 
БИОТЕХНОЛОГИИ ПОЛУЧЕНИЯ НОВЫХ ПРЕПАРАТОВ НА 
ОСНОВЕ КАРОТИНСИНТЕЗИРУЮЩИХ ДРОЖЖЕЙ РОДА 
RHODOTORULA 
 
6.1. Технология получения препарата из пигментных дрожжей для 
стимулирования жизнеспособности икры и личинок рыб 
 
Известен способ повышения жизнестойкости рыб как на ранних этапах развития, 
так  и  на  более  поздних,  путем  использования  продукта  «БИОЭКС»,  полученного  из 
ботвы  томатов,  огурцов  и  других  растительных  остатков  (Патент RU 2028046, 1995). 
Предлагается также способ повышения жизнестойкости икры, включающий обработку 
икры    водной  смесью  микроэлементов:  меди,  цинка  и  марганца  в  дозах 50..75 мкг/л 
(Brevet de invenţie MD 1116, 1998). Однако  данные  способы  не  позволяют  получать 
достаточно высокий процент жизнестойкости личинок и мальков рыб.  
Цель  наших  исследований  состоит  в  разработке  технологии  получения 
эффективного  препарата  для  стимуляции  развития  икры  и  личинок  рыб  путем 
использования каротинсинтезирующих дрожжей рода Rhodotorula. 
 
6.1.1. Характеристика биопрепарата 
 
Биопрепарат  представляет  собой  жидкую  смесь,  содержащую  незаменимые 
иммуноактивные аминокислоты, липиды, витамины, ликопин, аскорбиновую кислоту. 
Состав препарата: 
Препарат  содержит  культуральную  жидкость  дрожжей    рода Rhodotorula, 
состоящую  из 160-180мг%  аминокислот,  в  т.ч.  иммунноактивные – 70-78 % 
(аспарагиновая  кислота,  глутаминовая  кислота,  глицин,  аланин,  валин,  цистеин, 
триптофан)  и  незаменимые  аминокислоты -67-71% (табл. 6.1); липиды – 80-90 мг%;  
ликопин – 0,4-0,5 мг%;  аскорбиновая кислота – 1,2-1,3 мг%. 
Препарат жидкий, цвет – желто-коричневый. Расфасовывается по 50 или 100 мл и 
стерилизуется текучим паром 3 дня  при ¾ атмосферы 20  минут. 
Биопрепарат хранится при температурах +4..+10°С., в течение 6 месяцев. 
 
 
 
 

94 
Таблица 6.1  
Содержание иммуноактивных аминокислот культуральной жидкости  дрожжей 
рода Rhodotorula при  культивировании в присутствии соединений цинка  
 
Иммунноактивные аминокислоты 
 
% от суммы 
Глутаминовая кислота 
37,96 
Аспарагиновая кислота 
7,38 
Аланин  
4,33 
Цистин  
7,40 
Глицин  
7,51 
Серин  
4,42 
Треонин  
3,89 
Триптофан  
2,41 
Валин  
2,38 
6.1.2. Характеристика используемого продуцента. 
➣ 
Положение изучаемого штамма в генеалогическом древе: 
Род Rhodotorula относится  к  семейству Cryptococcaceae. Данное  семейство 
является  гетерогенным  и  включает  в  себя 15 родов.  Дрожжи,  принадлежащие 
Cryptococcaceae, размножаются почкованием, могут формировать псевдомицелий либо 
истинный мицелий, а также ауксоспоры. Клетки окрашены в розовый, оранжевый или 
желтый цвет, благодаря синтезу каротиноидных пигментов (рис.6.1 и 6.2). 
Утилизируют  источники  углерода  только  окислением  или    путем  окисления  и 
ферментацией.     Положение изучаемой культуры  Rhodotorula gracilis CNMN-YS-03 в 
генеалогическом древе (KREGER-VAN RIJ,1987): 
     Вид      -  Rhodotorula gracilis, 
     Род                -  Rhodotorula,  
     Семейство    -  Cryptococcaceae,  
     Класс            -  Blastomycetes, 
     Подъотдел   -  Deuteromycota 
     Отдел        - Eymycota  
 
  Морфофизиологические  характеристики: 
Клетки  круглые,  овальные  или  удлиненные,  редко  капсулированные,  форма 
репродукции – через  почкование.  В  жидких  средах  растут,  образуя  осадок,  розово – 
оранжевого цвета, что обусловлено наличием каротиноидных пигментов (рис. 6.1).  На 
твердых средах: тип колоний – R-форма или S- форма, края ровные или зубчатые, цвет 
розово-оранжевый, консистенция плотная (рис. 6.2). 
 



95 
 
Рисунок 6.1. Штамм  дрожжей  Rhodotorula gracilis CNMN-YS-03,  
                      культивированный  на жидкой питательной среде 
 
Рисунок 6.2. Штамм  дрожжей Rhodotorula  gracilis CNMN-YS-03,  
                      культивированный  на твердой питательной среде 
 

96 
➣ 
Физиолого-биохимические характеристики: 
Ферментация отсутствует, инозитол - ;  нитрит +/-;  уреаза +;  аммиак -;  тест с 
диазонием синим B(DBB)+; ассимилирует глюкозу, сахарозу, ксилозу, мальтозу, 
маннит, галактозу, арабинозу. 
Штамм хорошо растет на жидких средах: пивном сусле, МZ-30, Лундина. 
Культура  дрожжей  растет  на  жидких  средах  с  рН -3,5-8,0 при  температуре +22-33°С,  
оптимальная температура культивирования +25-27°С,  рН опт. 5,5-6,5. 
➣ 
Продукты, синтезируемые штаммом 
Культура  дрожжей  аккумулирует  биомассу  дрожжей  до 16,31 г/л  с.в. 
Содержание  внутриклеточных  липидов  составляет 31,5-38,8 % (качественный  состав 
представлен на рис.6.3); каротиноидов 483,3-576,6 мкг/г с.в., в том числе, β – каротин 
172,5-213,2 мкг/г с.в., торулин 137,6-256,4 мкг/г с.в., торулародин  173,2-217,8 мкг/г с.в. 
(рис.6.4).      
       
6,4
 
10,6
24,8
      
7,8
 
 
 
14,9
 
35,5
фосфолипиды 
стерины
жирные кислоты
моноглицериды
триглецириды
эфиры и воска
 
 
Рисунок 6.3. Качественный состав липидов дрожжей  Rhodotorula gracilis CNMN-
YS-03 (% от общего количества липидов) 
 
 
36%
35%
 
 
 
 
 
29%
 
β-каротин
торулин
торулародин
 
 
Рисунок 6.4. Качественный состав каротиноидов  дрожжей  Rhodotorula gracilis 
CNMN-YS-03 (% от общего количества) 
 

97 
 6.1.3.Описание технологического процесса (рис. 6.5). 
 Процесс состоит из 3-х этапов: 
1. Получение инокулята. 
2. Процесс ферментации и биосинтеза БАВ. 
3. Получение препарата. 
      Для экстракции и анализа биологически активных веществ необходимы следующие 
материалы, реактивы и аппаратура: 
  Материалы: пипетки, чашки Петри, пробирки, колбы  на 50; 100; 200; 500; 1000 
мл, воронки. 
  Реактивы:  этанол,  метанол,  хлороформ,  гексан,  соляная  кислота,  петролейный 
эфир, ацетон, спирт, натрий безводный сернокислый. 
  Аппаратура:  термостат,  качалка,  роторный  испаритель,  центрифуга, . 
денситометр, спектрофотометр, аминоанализатор, хроматограф, весы. 
1.  Получение инокулята (посевного материала). 
а)    Выращивание  посевного  материала  культуры Rhodotorula gracilis CNMN-YS-03 
проводится  в пробирках на агаризованном пивном сусле и в колбах с жидким пивным 
суслом.  
Агаризованная питательная среда готовится следующим образом (табл. 6.2): 
пивное  сусло  концентрацией 15 ºВlg  доводится  до  концентрации 7 ºВlg  и  к  нему   
добавляется 2 % агар-агара, рН среды доводят до 4,8-5,0 и разливают в пробирки (табл. 
6.2).  Пробирки  с  питательной  средой  стерилизуют  в  автоклаве (3/4 атм.)  в  течение 1 
часа.  Перед  посевом  пробирки  с  агар - агаром  выдерживают  в  термостате  при 
температуре 27 ºС в течение 2 дней. Пробирки с посевным материалом инкубируют в 
течение 5 дней  в  термостате  при  температуре 27 ºС,  для  роста  и  развития  культуры. 
Культура  может  храниться  на  агаризованных  средах  в  течение 2 месяцев  с  момента 
посева. Жидкая питательная среда – пивное сусло готовится аналогично без добавления 
агар-агара.  
Таблица 6.2  
Состав агаризованнной среды 
 
Компоненты 
Количество, % 
Количество/л 
Примечания 
Первичное сусло 
Агар – агар 
2,0 
20 г 
15ºВ 
Пивное сусло 
50,0 
500 мл 
Используется 7 ºВ 
Вода 
до 100 % 
до 1 л 
рН среды 5,5  
дистиллированная 
 
 







































98 
       б)   Культивирование происходит в колбах Эрленмейера объемом 1 л. В качестве 
материала  для  посева  используют 5-суточную  культуру,  выращенную  на 
агаризованном  пивном  сусле  в  пробирке.  Посевной  материал  из  пробирки  смывается 
путем добавления  8 - 10 мл физ. раствора и встряхивают, затем  переводится в колбу с 
подготовленной жидкой питательной средой - пивное сусло. Дрожжи культивируют на 
качалке (180-200 об/мин)  при  температуре 25-27 ºС  в  течение 3 суток.  Полученный 
материал используется для глубинного культивирования и  вносится в количестве 5 %  
от  объема  питательной  среды.  Качество  посевного  материала  контролируется 
микроскопированием  или  путем  посева  в  питательный  бульон.  Стерильный  инокулят 
может быть использован в течение 10 дней и хранится при температуре +4..+6ºС. 
 2. Процесс ферментации и биосинтеза БАВ.  
            Способ  состоит из нескольких этапов: 
  приготовление стерильной питательной среды; 
  посев культуры Rhodotorula gracilis-CNMN-03 в питательную среду; 
  ферментация. 
В  лабораторных  условиях  ферментация  происходит  в  колбах  Эрленмейера 
объемом 1 л,  предварительно  стерилизованных.  Для  культивирования  дрожжей 
Rhodotorula gracilis-CNMN-03 готовится питательная среда с установленным составом 
(табл. 6.3). 
Таблица 6.3 
Состав питательной среды для ферментации 
№ 
Количество, 
Количество, 
Наименование 
Примечания 
п/п 

г/л 

Глицерин 
2,0 20,0   

Меласса 
2,0 20,0   

K2HPO4 
0,1 1,0   

NaCl 
0,05 0,5   

CaCl2 
0,1 1,0   

Fe2SО4•7H2O 
следы 
следы 
 

Кукурузное масло 
0,01 0,1   

[Zn(Gly)(DL-Ser)] 
0,001 0,01   
Экстракт томатных 

80,0 800,0 рН  5,5 
выжимок 
 

99 
 
Питательная среда в количестве 200 мл разливается в колбы. Колбы  со средой 
стерилизуются  в  автоклаве  при  давлении ¾ атм.  В  остывшую  питательную  среду 
вносится посевной материал в количестве 5 % от объема питательной среды. Колбы с 
засеянной  ферментационной  средой  устанавливают  на  качалку (180-200 об/мин)  и 
культивируют при температуре 25-27 ºС в течение 5 суток. 
3. Получение препарата. 
Состоит из следующих этапов: 
  Отделение культуральной жидкости от клеточной массы. 
  Анализ биохимического состава культуральной жидкости. 
  Приготовление препарата. 
На 
пятый 
день 
культивирования 
продуцента, 
микробная 
суспензия 
центрифугируется в течение 20 минут, при 3000 об/мин., для разделения культуральной 
жидкости от биомассы дрожжей. 
Комплекс экзометаболитов подвергается биохимическому анализу. Определяется 
содержание  аминокислот,  липидов,  витаминов  и  др.  веществ.  Методики  определения 
указаны в главе 2. 
Процесс приготовления биопрепарата: 
К100  мл  культуральной  жидкости,  содержащей 160-180 мг  аминокислот  и 80-90 
мг  липидов,  полученных  в  результате  культивирования  дрожжей,  добавляется 0,4-0,5 
мг и ликопина и 1,2-1,3 мг аскорбиновой кислоты.  
 Препарат  упаковывается  в  количестве 50 или 100 мл  и  стерилизуется 
ступенчатым способом в течение трех дней при ¾ атм. 
Эффективность  биопрепарата  была  изучена  сотрудниками  лаборатории 
Экофизиологии  и  Консервирования  Ихтиогенофонда  Института  Зоологии  Академии 
Наук  Молдовы.  Результаты  показали,  что  использование  биопрепарата  из  дрожжей 
способствует  увеличению  процента  жизнеспособной  оплодотворенной  икры  в 1,1-1,2 
раза,  росту  выживаемости  эмбрионов  в 1,2-1,4 раза,  а  также    способствует  переходу 
личинок на внешнее питание. Использование биопрепарат увеличивает выживаемость 
и индивидуальный вес личинок в 1,5 раза, стимулируя ритм развития личинок. 
         Данные  позволяют  рассматривать  биопрепарат  как  перспективный  для 
использования    в  аквакультуре.  Развитие  исследований  в  данном  направлении  и 
практическое  применение  препарата  позволит  решить  ряд  проблем,  связанных  с 
получением  продуктов  высокого  качества.  На  препарат  получен  патент (MD 2593, 
30.11.2004). 
 

100 
 
 
 
Культура дрожжей на скошенном агаризованном пивном сусле 
 
 
 
 
 
 
Получение инокулята (культивирование на жидкой 
 
 
питательной среде с пивным суслом(72 часа), t + 25-27ºС 
 
Error! 
 
+1,0 г/л 
 
кукурузного 
Глубинное 
 
культивирование дрожжей 
масла 
+экстракта 
на  питате
 
льной среде MZ-30  
томатных 
(120 
 
часов),  t + 25-27ºС 
выжимок  
+0,01 г/л 
 
[Zn(Gly)(DL-
 
Ser)] 
 
 
 
 

Отделение  культуральной жидкости 
 
от клеточной массы (центрифугирование) 
 
 

Аскорбиновая 
 
кислота -
 
12..13 мг/л 
 
 
 

Получение препарата 
 
из пигме  
нтных дрожжей 
 
 

 
 
Ликопин-
 
4..5 мг/л 
 
Анализ 
 
качества продукта 
 
 
 
 
 
 

Упаковка 
 
 
 
 

Рисунок 6.5. Схема получения биопрепарата из пигментных дрожжей для   
стимулирования жизнеспособности икры рыб и личинок рыб 
 

101 
6.2. Технология получения цинксодержащей биомассы пигментных 
дрожжей, предназначенной для стартовых кормов личинок рыб 
 
Известно,  что  стартовые  корма  личинок  рыб,  помимо  муки  животного 
происхождения,  витаминов,  аминокислот,  содержат  паприн  (дрожжевая  биомасса, 
полученная  на  н-парафинах  нефти),  либо  этаноловые  дрожжи,  либо  обработанные 
пивные дрожжи (Патент  SU 1398119, 1986; Патент  SU 1575333, 1988). Однако, такие 
стартовые корма не обеспечивают  высокий темп роста личинок.  
Исходя  из  необходимости  введения  в  питание  рыб  физиологически  активных 
биодобавок – пищевых  стимуляторов,  проводились  исследования  по    получению 
дрожжевой  биомассы  с  прогнозируемым  содержанием  каротиноидных  пигментов  и 
цинка.  Цинк  был  выбран  как  один  из  химических  элементов,  который  активизирует 
трипсиновую активность в желудке рыб (BRAFIELD, KOODIE, 1994). 
 
6.2.1. Характеристика биопродукта 
Биопродукт  получают  путем  непрерывного  культивирования  дрожжей  рода  
Rhodotorula  на оптимизированной жидкой питательной среде MZ-30. 
Консистенция  биопродукта - сухой  порошок.  Биопродукт  представляет  собой 
комплекс  метаболитов,  синтезируемых  дрожжами.  Биохимические  исследования 
продукта показали, что он содержит комплекс биологически активных веществ: 40-45% 
протеина, 140-165 мг/г аминокислот, в т.ч. незаменимые – 55-59%, иммуноактивные – 
58-64% (таблица 6.4);  каротиноиды  – 483,3-576,6 мкг/г  с.в.,  липиды - 31,5-38,8 % 
(незаменимые жирные кислоты – 18-20 %), цинк – 0,5-1,0 мг%, гликоген – 8,54 % . 
    Таблица 6.4 
Содержание иммуноактивных аминокислот в цинксодержащей биомассе дрожжей 
рода Rhodotorula 
Иммунноактивные аминокислоты 
% от суммы 
Глутаминовая кислота 
14,13 
Аспарагиновая кислота 
8,43 
Аланин  
6,26 
Цистин  
10,51 
Глицин  
4,82 
Серин  
5,90 
Треонин  
5,70 
Триптофан  
0,56 
Валин  
7,95 
 
 

102 
       Препарат представляет собой порошок красно-коричневого цвета, расфасованный в 
пакеты по 100 г. Биопрепарат хранится при температуре +4-10ºС, в течение 6 месяцев. 
6.2.2. Характеристика используемого продуцента. 
  Характеристика штамма Rhodotorula gracilis CNMN-YS-03 (см. главу 6.1.2). 
6.2.3.Описание технологического процесса (рис. 6.6). 
Процесс состоит из 3-х этапов: 
1. Получение инокулята. 
2. Процесс ферментации и биосинтеза БАВ. 
3. Получение препарата. 
Для экстракции и анализа биологически активных веществ необходимы 
следующие материалы, реактивы и аппаратура: 
  Материалы: пипетки, чашки Петри, пробирки, колбы  на 50; 100; 200; 500; 1000 
мл, воронки. 
  Реактивы:  этанол,  метанол,  хлороформ,  гексан,  соляная  кислота,  петролейный 
эфир, ацетон, спирт, натрий безводный сернокислый. 
  Аппаратура: 
термостат, 
качалка, 
роторный 
испаритель, 
центрифуга, 
денситометр, спектрофотометр, аминоанализатор, хроматограф, весы. 
 
1.  Получение инокулята (посевного материала) 
а)  Выращивание посевного материала культуры Rhodotorula gracilis CNMN-YS-03 
проводится  в пробирках на агаризованном пивном сусле и в колбах с жидким пивным 
суслом.  
       Агаризованная питательная среда готовится следующим образом ( см. табл. 6.2): 
пивное  сусло  концентрацией 15 ºВlg  доводится  до  концентрации 7 ºВlg  и  к  нему   
добавляется 2 % агар-агара, рН среды доводят до 4,8-5,5 и разливают в пробирки (табл. 
6.2).  Пробирки  с  питательной  средой  стерилизуют  в  автоклаве (3/4 атм)  в  течение 
1часа.  Перед  посевом  пробирки  с  агар - агаром  выдерживают    в  термостате  при 
температуре 27 ºС в течение 2 дней. Пробирки с посевным материалом инкубируют в 
течение 5 дней  в  термостате  при  температуре 27 ºС,  для  роста  и  развития  культуры. 
Культура  может  храниться  на  агаризованных  средах  в  течение 2 месяцев  с  момента 
посева. Жидкая питательная среда – пивное сусло готовится аналогично без добавления 
агар-агара.  
 б)  Культивирование происходит в колбах Эрленмейера объемом 1 л. В качестве 
материала  для  посева  используют 5-суточную  культуру,  выращенную  на 
 







































103 
агаризованном  пивном  сусле  в  пробирке.  Посевной  материал  из  пробирки  смывается 
путем добавления  8 - 10 мл физ. раствора и встряхивают, затем  переводится в колбу с 
подготовленной жидкой питательной средой – пивное сусло. Дрожжи культивируют на 
качалке (180-200 об/мин)  при  температуре 25-27 ºС  в  течение 3 суток.  Полученный 
материал используется для глубинного культивирования и  вносится в количестве 5 %  
от  объема  питательной  среды.  Качество  посевного  материала  контролируется 
микроскопированием  или  путем  посева  в  питательный  бульон.  Стерильный  инокулят 
может быть использован в течение 10 дней и хранится при температуре +4 - 6ºС. 
 2. Процесс ферментации и биосинтеза БАВ.  
            Способ  состоит из нескольких этапов: 
  приготовление стерильной питательной среды; 
  посев культуры Rhodotorula gracilis-CNMN-03 в питательную среду; 
  ферментация. 
В  лабораторных  условиях  ферментация  происходит  в  колбах  Эрленмейера 
объемом 1 л,  предварительно  стерилизованных.  Для  культивирования  дрожжей 
Rhodotorula gracilis-CNMN-03 готовится питательная среда с установленным составом 
(см. табл. 6.3). 
 
Питательная среда в количестве 200 мл разливается в колбы. Колбы  со средой 
стерилизуются  в  автоклаве  при  давлении ¾ атм.  В  остывшую  питательную  среду 
вносится посевной материал в количестве 5 % от объема питательной среды. Колбы с 
засеянной  ферментационной  средой  устанавливают  на  качалку (180-200 об/мин)  и 
культивируют при температуре 25-27 ºС в течение 5 суток. 
 
3. Отделение клеточной массы дрожжей  и биохимический анализ 
   Отделение клеточной массы  от культуральной жидкости. 
  Анализ биохимического состава клеточной массы. 
  Приготовление препарата. 
На 
пятый 
день 
культивирования 
продуцента 
микробная 
суспензия 
центрифугируется  в  течение 20 минут,  при 3000 об/мин  для  отделения  биомассы 
дрожжей  от    культуральной  жидкости.  Сырая  биомасса  подвергается  термической 
обработке при температуре +75-85°C, в течение 10-40 минут. Из 1 литра питательной 
среды  получают 16,31 г  сухой  биомассы.  Проводят  биохимический  анализ  биомассы 
(глава 2) и упаковывают  в пакеты.   
 
 

104 
 
 
Получение посевного материала 
 
 (инокулята) 
 
 
Rhodotorula gracilis 
Культивирование на жидкой 
 
питательной среде с пивным 
CNMN-YS-03 
суслом  (72 часа), t+25-27ºC 
 
 
Культивирование 
 
продуцента на оптимизированной  
питател
 
ьной среде MZ-30 
 
+1,0 г/л кукурузного масла, 
 
Температура: +25-27ºC 
+ экстракт томатных выжимок  
Освещение: 12-15тыс. erg/cм² 
 
+0,01 г/л [Zn(Gly)(DL-Ser)] 
pH 5,0-5,5 
 
Отделение  культуральной  жидкости от клеточной массы 
(
 
центрифугирование) 
 
Деминерализация 
Подготовка 
 
культуральной 
биомассы 
жидкости 
 
 
 
 
 
Получение 
Получение препарата 
цинксодержащего 
 
на основе 
биопродукта 
культуральной 
 
 
 
Анализ качества, 
Анализ качества, 
расфасовка и 
расфасовка и 
 
упаковка 
упаковка 
 
Рисунок 6.6. Схема получения биопродукта из пигментных дрожжей для 
приготовления стартового корма для личинок рыб 
 

105 
Эффективность  цинксодержащего  биопродукта  из  пигментных  дрожжей  была 
оценена 
сотрудниками 
лаборатории 
Экофизиологии 
и 
Консервирования 
Ихтиогенофонда Института Зоологии Академии Наук Молдовы.  
        Использование нового корма способствует увеличению выживаемости личинок на 
17-21 %, средней массы личинок на 38-53 %, производства ихтиомассы на 64-88% по 
сравнению  с  контролем.  На  базе  полученных  результатов  получен  патент (Hotărârea 
pozitivă  MD №  4587 от 19.10.2005). 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 

106 
ЗАКЛЮЧЕНИЕ 
 Каротиноидные  пигменты  широко  используются  как  пищевые  красители, 
антиоксиданты,  антимутагены,  антистрессовые  средства,  иммуномодуляторы  и 
иммуностимуляторы.  Применение  каротиноидов  в  кормлении  сельскохозяйственных 
животных и птицы позволяет придавать кормам высокую биологическую активность. 
В настоящее время, природные красители все больше вытесняют синтетические, 
в  том  числе  желтой  и  красной  группы  оттенков,  благодаря  современной  тенденции 
развития  индустрии  здорового  питания,  в  том  числе  детского,  диетического  и 
лечебного  назначения.  Но  на  сегодняшний  день,  из  стран  СНГ  производство 
микробиологического  β-каротина  освоено  лишь  на  Украине  и  в  России 
(


.ru) . 
 В Молдове  научные исследования в данном направлении ведутся в Институте 
Микробиологии  Академии  Наук  Молдовы,  в  частности,  в  лаборатории 
Микробиологические  продукты.  Сотрудники  лаборатории  изучают  проблемы 
физиологической  регуляции  метаболизма  пигментных  дрожжей  с  целью  получения 
микробных продуктов для агропромышленного комплекса. 
Данная  работа  посвящена  научно-прикладным  исследованиям  по  изучению 
комплекса  каротиноидов  у  дрожжей  рода Rhodotorula с  целью  получения  новых 
препаратов для аквакультуры. 
 
 Исследования, 
проведенные 
по 
скринингу 
штаммов 
дрожжей 
с 
каротинообразующей 
способностью, 
позволили 
отобрать 
два 
наиболее 
высокопродуктивных штамма, обладающие способностью к повышенному биосинтезу 
каротиноидных  пигментов – Rhodotorula gracilis CNMN-YS-02 и Rhodotorula gracilis 
CNMN-YS-03.  Культивирование  штамма Rhodotorula gracilis CNMN-YS-03 на 
питательной  среде MZ-30  в  оптимальных  условиях  (температура – 25..27°С,  рН-5.5, 
освещение 12-15 тыс.эрг/см2,  длительность  культивирования 5 суток)  обеспечивает 
максимальный выход клеточной массы до 12,57 г/л и выход каротиноидных пигментов 
на пивном сусле до 703,4 мкг/г с.в. Штамм дрожжей Rhodotorula gracilis CNMN-YS-02  
также отличается высокой способностью к синтезу каротиноидов, количество которых 
может  достигать 659,26 мкг/г.  Изучение  качественного  состава  каротиноидного 
комплекса  дрожжей  показало,  что  изучаемым  штаммам    красных  дрожжей,  в 
зависимости  от  их  видовой  принадлежности,  свойственна  способность  к  биосинтезу 
цветных каротиноидов (β-каротина, γ-каротина, торулина, торулародина и пигмента Х). 
 

107 
Характерным  для  всех  штаммов  является  наличие  в  каротиноидном  комплексе 
пигментов β-каротина, торулина и торулародина. Отобранные штаммы не уступают по 
биосинтетической  активности  другим  известным    штаммам  каротинсинтезирующих 
дрожжей  (КИРИЛЛОВА, 1998; ПОДОПРИГОРА, 1996). Высокая  биосинтетическая 
способность позволяет предложить штамм дрожжей Rhodotorula gracilis CNMN-YS-03 
в качестве биотехнологического объекта – продуцента каротиноидов.  
Для  разработки  способов  направленного  синтеза  каротиноидов,  повышения 
продуктивности    биосинтетической  активности  дрожжей  были  использованы  
нетрадиционные  источники  питания,  предшественники,  индукторы  и  некоторые 
координационные соединения переходных металлов.   
Использование  экстракта  из  томатных  выжимок  при  культивировании 
Rhodotorula gracilis CNMN-YS-03 позволяет  повысить  продуктивность  до 15,633 г/л 
с.в.,  а  содержание  каротиноидов  в  биомассе - до 9755,39 мкг/л.  Увеличение    выхода 
микробной  массы  и  каротиноидных  пигментов  в 2 раза  доказывает  целесообразность 
применения  экстракта  томатных  выжимок,  как  перспективного  источника  для 
биотехнологии получения  микробных каротиноидов. 
 Применение  предшественников  процесса  каротинообразования    (ацетат  натрия, 
ацетат  цинка  и  лимонной  кислоты)  показало,  что  прирост  клеточной  массы  дрожжей 
Rhodotorula gracilis CNMN-YS-03 составляет 14,38 г/л  при  внесении  в  питательную 
среду  ацетата  натрия  концентрацией 3,0 г/л.  Содержание  каротиноидов  (β-каротина, 
торулина  и  торулародина)  увеличивается  в  максимальных  пределах  по  отношению  к 
контролю  в 2,5 раза  при  культивировании  дрожжей  на  питательной  среде  с 
добавлением лимонной  кислоты (1,0 г/л). 
 Включение в состав  среды культивирования дрожжей Rhodotorula gracilis CNMN-
YS-03  индукторов  процесса  каротинообразования  (подсолнечное,  кукурузное,  соевое, 
оливковое  масла  и  ретинол)  оказывает  положительное  влияние  на  биосинтетическую 
активность.  Установлено,  что  исследуемые  индукторы  оказывают  положительный 
эффект как на продуктивность, так и на содержание каротиноидов в биомассе дрожжей.  
Наиболее  эффективным    стимулирующим  действием  на  продуктивность  дрожжей  (на 
65%  выше,  чем  в  контроле)  обладает  подсолнечное  масло  в  концентрации 1,0 г/л,  
увеличение  количества каротиноидов до 3180,406мкг/л у Rhodotorula gracilis CNMN–
YS–03 происходит в присутствии кукурузного  масла концентрацией 1,0 г/л. 
 
Использование  координационных  соединений  некоторых  переходных 
металлов Fe (II) позволило  констатировать,  что  они  обладают  специфическим 
 

108 
характером  действия  и  являются  биорегулятором  синтеза  каротиноидных  пигментов 
штаммов    дрожжей  рода Rhodotorula. Применение [Fe2NiO(CCl3COO)6(CH3OH)3]  в 
составе  питательной  среды  Лундина  способствует  активному  биосинтезу 
каротиноидов,  содержание  которых  в  биомассе  дрожжей  увеличивается  на 52 % для 
Rhodotorula gracilis CNMN–YS–III/5 и на 74 % для Rhodotorula gracilis CNMN – YS – 03. 
На  основе  методов  математического  планирования  были  разработаны 
оптимальные    питательные  среды  и  предложены  четыре  способа,  позволяющие 
увеличить  эффективность  биосинтеза  общего  количества  каротиноидных пигментов,  
β-каротина, торулина и торулародина.  
Питательная  органическая  среда MZ-30, содержащая  экстракт  томатных 
выжимок,  лимонную  кислоту  и [Fe2NiO(CCl3COO)6(CH3OH)3]  позволяет  увеличить 
суммарное  содержание  каротиноидов  до 15213,66  мкг/л.  Среда  для  культивирования 
дрожжей, в состав которой включены экстракт томатных выжимок и лимонная кислота, 
способствует  увеличению  содержания  β-каротина  в  биомассе  до 4056,20 мкг/л.  
Наличие  в  среде  кукурузного  масла  способствует  наибольшему  выходу  торулина, 
количество  которого  в  биомассе  дрожжей  достигает 7208,29 мкг/л.  При 
культивировании  пигментных  дрожжей  на  органической  среде  с  дополнительным 
введением  кукурузного  масла  и  лимонной  кислоты  синтез  торулародина  достигает  
2730,49 мкг/л.   
Для  получения  биомассы  дрожжей  с  повышенным  содержанием  цинка  был 
оптимизирован  состав  питательной  среды,  содержащий  экстракт  томатных  выжимок, 
кукурузное  масло  и [Zn(Gly)(DL-Ser)], что  позволяет    получить 16,31 г/л  сухой 
биомассы, содержащей до 1,87 мг% цинка. 
  Проведенные  исследования  послужили  основой  для  разработки  технологии 
получения  препаратов  на  основе  экзометаболитов  и  цинксодержащей  биомассы 
каротинсинтезирующих 
дрожжей 
рода Rhodotorula. Препарат 
на 
основе 
экзаметаболитов дрожжей, полученный согласно разработанной технологии, состоит из 
160-180мг% аминокислот, в т.ч. иммунноактивных – 70-78 % (аспарагиновая кислота, 
глутаминовая  кислота,  глицин,  аланин,  валин,  цистеин,  триптофан)  и  незаменимых 
аминокислот -67-71%; липидов – 80-90 мг%;  ликопина – 0,4-0,5 мг%;  аскорбиновой 
кислоты-1,2-1,4  мг%.  Биопрепарат  на  основе  цинксодержащей  биомассы  дрожжей 
состоит  из 40-45% протеина, 140-165 мг/г  аминокислот,  в  т.ч.  незаменимые-55-59%, 
иммуноактивные– 58-64%; каротиноиды - 483,3-576,6 мкг/г  с.в.;  липиды-31,5-38,8 % 
(незаменимые жирные кислоты -18-20 %), цинк - 0,5-1,0 мг%, гликоген – 8,54 %.  
 

109 
Экспериментально  доказана  эффективность  использования  биопрепаратов, 
способствующих  увеличению  жизнеспособности,  стимуляции  развития  личинок  и  
икры,  а  также  в  качестве  стартового  корма  для  рыб.  Полученные  результаты 
позволяют  включить  красные  дрожжи Rhodotorula gracilis CNMN-YS-03 в  число 
перспективных  объектов  биотехнологии  и  использовать  их  в  качестве  основы  для 
получения  каротиноидных  пигментов  и  биопрепаратов  с  широким  спектром 
применения.  
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 

110 
ВЫВОДЫ 
1.  В  результате  скрининга  дрожжей  рода Rhodotorula и  рода Sporobolomyces 
установлено, что из 14 изученных штаммов – у 4 (Rhodotorula gracilis CNMN-YS-02, 
Rhodotorula gracilis CNMN-YS-I/4-04, Sporobolomyces pararoseus CNMN-YS-01, 
Rhodotorula gracilis CNMN-YS -03) были  идентифицированы  пять  каротиноидных 
пигментов: 
β-каротин, 
γ-каротин, 
торулин, 
торулародин 
и 
один 
неидентифицированный - пигмент  Х.  У  штаммов  дрожжей Rhodotorula gracilis 
CNMN-YS-II/5-05, Rhodotorula gracilis CNMN-YS-IV/14, Rhodotorula mucilaginosa 
CNMN-YS-10, Rhodotorula gracilis CNMN-YS-IV/15, Rhodotorula gracilis CNMN-YS-
V/12  и Rhodotorula gracilis CNMN-YS-I/3 были  идентифицированы 4 
каротиноидных пигмента - β-каротин, γ-каротин, торулин и торулародин. Штаммы 
пигментных  дрожжей -Rhodotorula gracilis CNMN-YS-II/6, Rhodotorula gracilis 
CNMN-YS-II/9, Rhodotorula gracilis CNMN-YS-III/20-06 и Rhodotorula rubra CNMN-
YS-09),  синтезировали 3 основных  каротиноида - β-  каротин,  торулин  и  
торулародин.  
2.  Штамм Rhodotorula gracilis CNMN-YS-03 характеризующийся 
высокой 
способностью продуцировать на пивном сусле биомассу дрожжей - до 12,57 г/л с.в. 
и  синтезировать  каротиноиды  красной  (торулин  и  торулародин)  и  желтой  (β-
каротин,  γ-каротин)  группы  пигментов - до 703,42 мкг/г  с.в.,  предлагается  в 
качестве источника для получения каротинсодержащих препаратов.  
3.   Использование  методов  математического  планирования  экспериментов  позволило 
оптимизировать состав питательной среды. В зависимости от конечной цели были 
разработаны 4 способа направленного синтеза каротиноидов: 
• 
Способ  с  использованием  экстракта  томатных  выжимок (0,8 л),  лимонной 
кислоты (1,0 г/л)  и [Fe2NiO(CCl3COO)6(CH3OH)3] (0,5 мг/л),  включенных  в 
состав  питательной  среды MZ-30, обеспечивает  увеличение  суммарного 
содержания  каротиноидов  в 1,6 раза (15213,66 мкг/л)  по  отношению  к 
контролю. 
• 
Способ  с  использованием  экстракта  томатных  выжимок (0,8 л)  и  лимонной 
кислоты (1,0 г/л),  включенных  в  состав  питательной  среды MZ-30, 
обеспечивает  увеличение  синтеза    β-каротина  в 1,7 раза (4056,200 мкг/л) 
больше по отношению к контролю. 
 

111 
• 
Способ  с  использованием  кукурузного  масла (1,0 г/л),  включенного  в  состав 
питательной  среды MZ-30, позволяет  получить  в 2,3 раза (7208,291 мкг/л) 
торулина по сравнению с контролем.  
• 
Способ с использованием кукурузного масла (1,0 г/л) и лимонной кислоты (1,0 
г/л), включенных в состав питательной среды MZ-30, обеспечивает увеличение 
содержания  торулародина  в  биомассе  дрожжей  в 1,2 раза (2730,496 мкг/л) 
контроля. 
4.  Координационные соединения цинка Zn (II) оказывают положительное действие на 
продуктивность  дрожжей  рода Rhodotorula. Аккумуляция  биомассы  с 
прогнозируемым  содержанием  цинка  может  быть  увеличена  до  максимума (16,31 
г/л)  на  питательной  среде,  состоящей  из  экстракта  томатных  выжимок (0,80 л), 
кукурузного масла (1,0 г/л) и [Zn(Gly)(DL-Ser)] (10,0 мг/л). 
5.  На основе изучения особенностей каротиногенеза у дрожжей рода Rhodotorula под 
влиянием различных факторов в составе питательной среды разработана технология 
получения  препарата  на  основе  экзометаболитов  дрожжей.  Полученный 
биопрепарат рекомендуется в качестве биостимулятора развития икры рыб. 
6.  Технология  получения  цинксодержащей  биомассы,  основанная  на  использовании  
штамма  дрожжей Rhodotorula gracilis CNMN-YS -03 и  оптимизированной 
питательной  среды,  позволяющей  обогатить  биохимический  состав  (увеличение 
содержания незаменимых и иммуноактивных аминокислот, каротиноидов, липидов, 
цинка),  рекомендуется для приготовления стартового корма для личинок рыб. 
 
Практические рекомендации. 
 
1.  Оптимизированные  питательные  среды  и  способы  направленного  синтеза 
рекомендуются  для  культивирования  дрожжей  рода Rhodotorula с  целью 
увеличения продуктивности и содержания каротиноидных пигментов.  
2. Технологии получения биопрепаратов из дрожжей рода Rhodotorula рекомендуются 
для использования в аквакультуре.  
 
 
 
 
 
 

112 
БИБЛИОГРАФИЯ 
1. 
ANGHEL I., SASSU T., SEGAL B., BERZESCU P. şi al. Biologia şi tehnologia    
        drojdiilor. Bucureşti: Editura Tehnică, 1991, . Vol.2,  p. 385. 
2. 
ANGHEL I., VOICA C., TOMA N., COJOCARU I. Biologia şi tehnologia drojdiilor. 
Bucureşti: Editura Tehnică, 1989, Vol.1, p.384. 
3. 
ANHLID T., LARSSON C., LEISENBERG C., MARISON C., GUSTAFSSON L. 
Enthalpy content as a function of lipid accumulation in Rhodotorula glutinis. Appl. 
Microbiol. and Biotechnol., 1995, vol. 42, №6,  p.818-825. 
4. 
ANAPURMA V.V., DEOSHALE Y.G., BAMJI  M.S. Spirulina as a sourse of vitamin 
A. Plant Foods Hum. Nutr., 1991, nr. 41, p. 125-134. 
5. 
BABIEVA I.P. Natural yeast resources for biotechnology. 15 ht Int. Symp. On Yeasts. 
Riga, sept. 30-oct., 1991, p. 6-7. 
6.     BARNET  J.A.,  Payne  R.W.,  Varrow  D.  Yeasts: Characteristics and Identification.  
Cambridge Univ.Press, 1983, p.509. 
7. 
BARRETO M., CRICHKEU A., STRAKER C. Extracts from seaweeds can promote 
fungal growth. L. Basic Microbiol., 2002, no 5, p.302-310. 
8. 
BEN-AMOTZ A. Case strudy: Dunaliella natural – β-carotenebiotechnology in large 
scale oblong open raceways. 8th International Conference on Applied Algology, 
Montecatini – Terme. Italy, 26 sept.-1 oct., 1999, Book of Abstracts, p.130. 
9. 
BLACK H. Radical interception by carotenoids and effects on UV cancerogenesis. Nutr. 
Cancer., 1998, v. 31, p. 212-217. 
10.  BLANCHI M. E., CARBONE M. L., LUCCINI G. Plant . Sci. Lett, 1981, Vol. 22, 
         Nr. 4, p. 345-349.  
11.  BRAFIELD A.E., KOODIE A.B. The effects of high dietory zinc on trypsin activity in 
carp. J. Fish. Biol. 1994, v.4, nr. 1, p. 169-172.  
12.  BRAMLEY Peter M., MACHENZIE Alan. Carotenoid biosynthesis and its regulation in 
fungi. Handbook of Appl. Mycol. V.4. Fungal Biotechnol., 1992,  №4, p.401- 444 
13.   BRITTON G.  Carotenoids Chemistry and Biology. Eds Krisky N.I., Mathews-Roth 
M.M., Taylor R.F.N.Y.: Plenum Press, 1990, p. 167-184. 
14.  BYERS B.R., ARCENEAUX J.E.L. Microorganisms and minerals. Ed. E.O. 
Weinberg.N.Y.: Dekker, 1977. p.216-248. 
15.  CADAR D. Unele probleme actuale privind nutriţia şi furajarea peştilor în acvacultură. 
Piscicultura Moldovei, Iaşi, 1990, Vol I, p.387-394. 
 

113 
16.  CALO Pilvar, MIQUEK Trinida, VILLA Tomas. Mevalonic acid increases trans – 
astaxantin and carotenoid biosynthesis in Phaffia rhodozyma. Biotehnol. Lett., 1995, 
vol. 17, nr. 6, p. 575-578. 
17.  CANIZARES-VILLANUEVA R.O., RIOS–LEAL E., OLVERA R.R., PANSE 
NOYOLA T. Fuentes microbars de pigments. Re. latinoameric. Microbial., 1998, vol. 
40, no. 1-2, p.87-107. 
18.  CAREY P. Resonance Raman spectroscopy. In: Biochemistry and biology, Quart. 
Bioph., 1972,vol.11, p. 309. 
19.  CERDA-OLMEDO E.F. Biotechnology of Vitamins, Pigments and Growth factors 
Chap.3. Ed. Vandamme E.J. L.:Elsevier Appl. Sci., 1989, p. 27-42. 
20.  CHATOPODHAY M.K., JAGANAGHAM M.V., VAIRAMI M., SHIVAJ I. 
Carotenoid pirments of an Antarctic psychotrophic bacterium Micrococcus roseus: 
Temperature dependent biosynthesis, structure and interaction with synthetic 
membranes // Biochem. and Biophys. Res. Commun, 1997, №1,  p.85-90. 
21.  CHEN Bie, LIU Zutong. Изучение биосинтеза  каротиноида в культуре Rhodotorula 
sp. 8. Univers. Sci. and Technol, 1999,  vol. 39, nr.10, p.102. 
22.  CHIEN Y. Biological effects of astaxanthin in shrump. A review: The 3rd  annual Roshe 
aquaculture centre conference on nutrition and disease. Bankok, 1996,  p.21. 
23.  CHIRIAC T. Biotehnologia cultivării spitulinei şi obţinerii produselor cu conţinut 
prognozat de zinc şi principii bioactive valoroase. Autoreferat al tezei de doctor în şt. 
biologice. Chişinău, 2003, 24 p. 
24.  COSTA I., MARTELLI H. L., I. Biotehnol. Lett.1987, vol. 9,  № 5, p. 373-375. 
25.  CUNIGHAM F. Jr., GANT E.  Proc. Nat. Acad. Sci. USA, 2001, v. 98, №5,  p.2905-
2910.  
26.  DUDNICENCO T. Particalurităţiile morfo-fiziologice, biochimice şi biotehnologice ale 
microalgei verzi Haematococcus pluvialis flotow –CNMN-AV-05: Autoreferatul tezei 
de doctor în ştiinţe biologice. Chişinău, 2001, 21 p. 
27.  FABREGAS Jasame, ALVARES Digna Garsia,  LAMELA  Teresa. Induction of 
astaxantin accumulation by nitrogen and magnesium deficiencies in Haematococcus 
pluvialis. Bio Tehnol. Left, 1988, vol. 20, no. 6, p. 623-626. 
28.  FANG T., CHIOU T. Batch cultivation and astaxantin production by the mutant of the 
red yeast Phaffia rhodozyma NCHU-FS 501.  J. Ind. Microb., 1996, vol.16, no 3, p. 175-
181. 
 

114 
29.  FORTES C., FORASTIERE F., AGABITI N. The effect of zinc and vitamin A 
supplementation on immune response in an older population. J.Am. Geriatr. Soc. 1998,  
nr. 46, p. 19-26. 
30.  FRENGOVA G., SIMOVA E., GRIGOROVA D. Formation of carotenoids by 
Rhodotorula glutinis in whey ultra filtrate. Biotechnology. and Bioengen.,1994, vol. 44, 
no. 8, p.88 - 294. 
31.   GIL –HWAN  An.,  JONSON E. Influence of light an growth and pigmentation of the 
yeast Phaffia rhodoyzma. Antonie  van Leeuwenhoek, 1990, vol. 57, p. 1-13. 
32.  GLOZERBOOK M.A., VINING L.C., WHITE R.I. Growth morphology of 
Streptomyces akiyoshiensis in submerged culture: influence of pH, inoculum, and 
nutrients. Can. J. Microbiol., 1992, Vol. 38, №2,  p. 98-103. 
33.  GOODWIN T.W. The Biochemistry of the carotenoids. Vol. 1. Plants. L. London:  
Acad. Press, 1980, p. 75-79.  
34.  GOODWIN T.W. The Biochemistry of the carotenoids. L. London:  Acad. Press, 1990, 
p. 36-52.  
35.  GREY G. C., WALLIS D.A. Biotechnol. and  Bioeng. Symp., 1983. no.13, p. 371-384. 
36.  HAYMAN E.P. , YOKOYAMA H., CHICHESTER C., SIMSON K.S. Carotenoid 
biosynthesis in Rhodotorula glutinis. J. Bacteriol., 1974, Vol. 20, no. 3, p. 310-315. 
37.  IACOB Z. Enrichment of wheat bran by Rhodotorula gracilis through solid-state 
fermentation // Folia microbiol. (CSSR),1991,  №1,  p.86-91 
38.  ISAC G., GULEA A., RUDIC V., ŞOVA S.  Sinteza, studiul structurii şi proprietăţiilor 
complexului fierului (II) cu hidrezină. Conf. Şt. a corpului didact.şt. „Totalurile activ. şt. 
în anii 1991-1992”: Tez.ref., vol.1. Chişinău, 1992, p. 175. 
39.  JACOBSON Gummord, DOLLY Setusco; Суперпродуценты  астаксантина Phaffia 
rhodozyma, методы их культивирования и использование  в кормах; Пат.5922560 
США,  МПК  6С12  З23100, C12N1/16/– N 08/557714; Заявл. 13.11.95, опубл. 
13.07.99; НПК 435/67. 
40.  JYONOUCHI H., SUN S., GROSS M. Effects of carotenoids on in vitro 
immunoglobulin production by peripheral blood monocular cells: Astaxantin, a 
carotenoid without vitamin A activity, enhances in vitro immunoglobulin production to 
response to a dependent stimulant and antigen. Nutr. Cancer.-1995, v. 23, p. 171-183. 
41.  KREGER-VAN RIJ N.J.W. General classification of the yeasts. The yeast: Ataxonomic 
study, -3rd.ed.  Ed. N.J.W. Kreger-Van Rij-Amsterdam Elesevier Biomedical Preis,1984. 
 

115 
42.  MANOLYU Al., OLTEANU Z. Biology of cellulosolytic fungi. XIY. Influence of 
vatamins, aminoacids and trace elements on the cellulasic complex at the Chaetomium 
globosum Kunze: Fries .Roumanian journal of Biological Sciences, 1997, vol.1, Nr.5-6,  
p.II/1. 
43.  MEHTA B.J., Cerda-Olmedo E. Mutants of carotene production in Blakeslea trispora.// 
Appl. Microbiol. and Biotechnol.- 1995, vol.42, №6,  p.836-838. 
44.  NAGANUMA T., YAMAGICHI T., UZUKA Y. Effects of Zn² and Mn² on the growth 
of genera Lipomyces and Waltomyces. J. Gen. and Appl. Microbiol.,1989, Vol. 35, 
№6.- p.481-485. 
45.  NEAMŢU G., CÂMPEANU G. Biochimie vegetală. Bucureşti, 1983,  p.83-92. 
46.  NIMIŢAN E., DUNCA S., OCTAVIŢA A. et al. Metode şi tehnici de microbiologie. 
Iaşi: Ed. Universităţii “Al.I.Cuza”, 1997, 385 p. 
47.  NIPPON Kabaido. Способ 
культивирования 
дрожжей 
синтезирующих 
каротиноиды. Pat. № 58-216223 (JP), Publ. 92.01.31, № 1-136. 
48.  ONCESCU M., PANAITESCU I. Dozimetria şi ecranarea radiaţiilor roentgen şi 
gamma. Bucureşti: Ediţia Academiei.- 1993. 
49.  PALAMARU M. , CECAL AL.,  RUDIC V., GULEA A., POPA K., NAVROTESCU 
T. Bioccumulation  des ions radioactifs Zn2+. Rev. Roumaine Biochem, 1996, p. 123-
126. 
50.  PALAMARU M., IORDAN A.R., CECAL AL. Chimie bioanorganică şi metalele vieţii. 
Editură BIT, Iaşi, 1998. 190 p. 
51.  PRIGGOTTJ.R., DOEL S.M., GOODEY A.R., WATSON M.E., CARTER L.A. 
Hetrologus protein production from yeast technology. 1994, p.  365-373.  
52.  PETERSON W.I., EVANS W.R., LECCE E.Quantities determination of the carotenoids 
in yeast of the genus Rhodotorula. J.Bacteriol., 1958, vol. 75, no. 5,  p. 586-591. 
53.  PILAR C., TRINIBAD V. et. al. Mevalonic acid ikreases transastaxanthin and 
carotenoid biosynthesis in Phaffia rhodozyma. Biotechnol. Lett, 1995, vol. 17, №26,  
p.575-578. 
54.  RUDIC V., CHIRIAC T. Procedeu de determinare a canţităţii de Zn în biomasa de 
cianobacterii şi microalge. MD 1701, BOPI Nr.17, 2001.  
55.  QIU HONG-DUON, Teng Rong, CHEN Xue-ming. Оптимизация масштабированной 
среды  для Rhodopseudomona capsulate. Dalian shuichan xuegnanxuebao. J.Dalian 
Fish. Univ., 2001, vol. 16, no. 1, p. 29-33. 
 

116 
56.  RAU W. Plant Pigment. Ed. Goodwin T.W. London; Toronto; Boston: Acad. Press, 
1988, p. 231-252. 
57.  ROTARU V., GOJINEŢCHII O., CODREANU S., CERBU O. Conţinutul pigmenţilor 
asimilatori la plante de soie în funcţie de nutriţia cu fosfor şi nichel la diferite umidităţi 
ale solului. Analele Ştiinţifice ale Universităţii de Stat din Moldova. Seria “Ştiinţe 
chimico-biologice”, Chişinău, 2001, p. 154-158. 
58.  RUDIC V. Achievements and prospects of photo biotechnology in Moldova. Science 
Policy and Research Management in the Balkan Countries-K Kreger-Van Rij ewer 
Academic Publishers. Drenched, Boston, London, 1995, vol. 2, p.131-139. 
59.  RUDIC V. Aspecte noi ale biotehnologiei moderne. Chişinău: Ştiinţa,  1993,  p.139. 
60.  RUDIC V., BULIMAGA V., CHIRIAC T., GHELBET V. Productivitatea şi activitatea 
biosintetică a tulpinii cianobacteriei Spirulina platensis CNM-YS-03 la cultivare în 
prezenţa unor compuşi coordinativi noi ai Fe (II).Analele ştiinţifice ale Universităţii de 
Stat din Moldova, «Ştiinţe chimico-biologice», 2003, p. 183-186.  
61.  RUDIC V., DENCICOV L., MUNTEANU S. Obţinerea mediilor nutritive optime 
pentru cultivarea microalgelor aplicînd metoda de programare matematică a 
experienţiei. Cercetări de biologie generală: Cul. de art., Chişinău, 1993, p. 140-145. 
62.  RUDIC V., DUNICENCO T. Realizări în biotehnologia microalgei verzi Haematoccus 
pluvialis. Tehnologii avansate în pragul secolului XXI.- Chişinău, Ştiinţa, 2000, p.124-
125. 
63.  RUDIC V., GUDUMAC V., POPOVICI M. Fotobiotehnologia - realizări noi în 
medicină. Chişinău: Cuant, 1995, p.206. 
64.  RUDIC V., GULEA A. Influence of coordination compounds on productivity and 
biochemical composition of Dunaliella salina Teod.  International  Journal on Algoe, 
1999, no. 1, p. 73-84. 
65.  RUDIC V., GULEA A., BURŢEV S., RASTIMEŞINA I. Perspectivele utilizării 
compuşilor coordinativi ai metalelor la cultivarea actinomicetelor.   Al VI-lea Simp. 
Naţional cu participarea Naţională, Bucureşti, 1997, p.78. 
66.  RUDIC V., GULEA A., TURTĂ C.şi al. Sinteza orientată a carotenoidelor şi 
bilipopreteidelor de către unele microorganisme fototrofe. Analele Ştiinţifice ale 
Universităţii de Stat din Moldova. Seria “Ştiinţe chimico-biologice”, Chişinău, 2000.p. 
50-57. 
 

117 
67.  RUDIC V., TURTA C., DENCICOV L. The obtaining of Spirulina platensis biomass of 
high contents of bilipoprotedes and carotenoids. Al III-lea Simpozion Naţional 
«BIOmateriale, prezent şi perspectiva» (rezumate), Bucuteşti 21-22 iunie, 2001, p.5-6. 
68.  RUDIC V.,CEPOI L., IORGA E. Productivitatea şi componenţa biochimică a 
microalgei roşii Porphiridium cruentum în prezenţa unor compuşi organici.  Buletinul 
A.Ş.M.al R.M: Ştiinţe biol. şi chimice, Chişinău,1995, no. 3., p. 34-38. 
69.  VĂLĂSUTEAN E. Food sciences and technologies. 1998, vol. IV, p. 190-194.  
70.  SAITO T., OHYAMA V., IDE N., OHTAS S., VAMAMOTO O. A carotenoid pigment 
of the radioresistant bacterium Deinococcus radiodurans. Microbios., 1998, vol. 95, 
№381, p.79-90. 
71.  SANDMAN G. Carotenoid biosynthesis and biotechnological application. Arch. 
Biochem. And Biophys, 2001, vol. 385, no1, p.4-12. 
72.  SARAEDER K., BHATACHARY S. Использование  методологии  поверхности 
отклика для получения природного пигмента астаксантина из зеленой водоросли 
Haematococcus pluvialis. Food Biotechnol., 2002, vol.16,  no. 2, p.  107-120. 
73.  SCHOROEDER Willian A., JONSON E.A. Antioxidant role of carotenoids in Phaffia 
rhodozyma. J.Gen. Microbiol., 1993, no 5, p. 907-912. 
74.  SCHOROEDER William A., JONSON  Eric A. Singlet oxygen and peroxil radicals 
regulate carotenoid biosynthesis in Phaffia rhodozyma. J.Biol.Chem., 1995, no. 31, p. 
270.  
75.  SANDU D.K., LOSHI V.K. Development of apple pomace based medium optimizing 
pigment production by Rhodotorula and its characterization. Adv.Food.Sci.,  1997, no. 
1-2, p. 19-20. 
76.  SHANMUGANTHAN  Navaragnam. Yeasts as a biochemical control for microbial 
infections of fruit. Biotachnol. Adv., 1997, vol. 15, no. 1, p. 287. 
77.  SUTHERLAND, L.W., ELLWOOD D.C. Microbial technology: Current state, future 
prospects. XXIX Symp. Soc. Gen. Microbial.Cambridge: Univer. Press, 1979, p. 107-
150. 
78.  SYMPSON K.O., NAKAYAMA T.C., CHICHESTER C.O. Biosynthesis of yeast 
carotenoids. J. Bacteriol., 1964, vol. 88, no. 6, p. 1688-1694. 
79.  TAMAŞ V., NEAMŢU G., Pigmenţi carotenoidici si metabolite. Bucuresti: Cereş, 
1986, vol. 1, p. p.269-295.  
80.  USATÎI A. Biotechnological potential of Sporobolomyces paroroseus CNMN-YS-01. 
Roumanian biotechnological letters. 1999, v.4, nr.1, p. 83-87. 
 

118 
81.  USATÎI A. Particularităţiile de cultivare a drojdiilor oleogene şi perspectiva utilizării lor 
în economia naţională. Analele ştiinţifice ale USM, seria „Ştiinţe chimico-biologice”. 
Chiţinău, 2001, p. 115-118. 
82.  USATÎI A., CALCATENIUC A., ŞIRŞOV T., RUDIC V., GULEA A., BORISOV T., 
Mediu nutritiv pentru cultivarea drojdiei Spotobolomyces pararoseus. Br.inv. MD 1328, 
1999.09.30; BOPI N9/99. 
83.  USATÎI Agafia. Bazele fiziologo-biochimice şi biotehnologice de cultivare a drojdiilor 
oleogene şi obţinerea preparatelor bioactive. Autoreferat al tezei de doctor habilitat în şt. 
biologice. Chişinău, 2002, 36 p. 
84.  ZUBCOV E., TODERAŞ I., ZUBCOV N., TODERAŞ A. Procedeu de sporire a 
rezistenţei biologice a peştilor la etapele timpurii de dezvoltare. Brevet de invenţie MD 
1116, 16.10.1998. 
85.  WEETE J.D. Lipid biochemistry of fungi and others organisms. N.Y., l.: Plenum Press, 
1980, 388p. 
86.  WHAITE A., HANDLER P., SMITH E., Principles of Biochemistry, 5 th ed., pp. 415-
416, Mc Grew Hill, New York, 1973. 
87.  WALKER M.G. Yeast physiology and biotechnology. 1998, p. 264-319.  
88.  YAMADA S., TANAKA Y., SAMESHIMA M. et al. Pigmentation of prawn (Peanuts 
japonicas) with carotenoids – I. Effect of dietary astaxanthin, beta-carotene and 
canthaxanthin on pigmentation. Aquaculture. 1990, v.87, p.323-330. 
89.  YOKOYAMA Akihiro, NIKI Wataru. Composition and presumed biosynthetic pathway 
of carotenoids in the astaxantin-producing bacterium Agrobacterium Auranticum. 
FEMS Microbiol. Lett., 1995, vol. 128, no 2, p.139-144. 
90.  YOUNG Andrew J., LOWE Gordon M. Antioxidant and prooxidant properties of 
carotenoids. Arch. Biochem. And Biophys., 2001, no 1, p.20-27. 
91.  АБРОСИМОВА  Н.А.  КУШАК  Р.И.,  БЕЛОВ  Е.Г.,  САЕНКО  Е.М.,  КУЗНЕЦОВ 
А.Г. Стартовый корм для рыб. Патент SU 1635302, 26.12.89. 
92.  АВЧИЕВ  М.А.,  ДЕЕВ  С.В.,  БУТОРОВА  И.А.,  ЗОРИНА  Л.В.,  АВЧИЕВА  П.Б. 
Влияние  условий  культивирования  на  рост  и  накопление  ликопина  парой 
штаммов гриба Blakeslea trispora ВСБ – i 29(-) и 130 (+). Биотехнология, 2004, № 
1, с. 76-81.  
93.  АВЧИЕВА М.И. Пары штаммов гетероталличного гриба Blakeslea trispora ВСБ – 
129(-)  и  ВСБ -130(+), продуцирующие  ликопин  и  способ  получения  ликопина. 
 

119 
Биотехнология  на  рубеже 2-х  тысячелетий.  Матер.  Междунар.науч.  конф., 
Саранск, 12-15 сент.2001. 
94.  АВЧИЕВА  П.Б.,  БУТОРОВА  И.А.,  ВУСТИН  М.М.,  СИНЕОКИЙ  С.П.  Штамм 
дрожжей  Rhodosporidium diabovatum – продуцент  каротиноидов:  Пат. 2103351 
Россия,  МКИ  С12N1/16,  С12Р23/00/.;  Гос.  НИИ  биосинтеза  белков.  веществ,№ 
96112875/13, заявл. 27.06.96, опубл. 27.01.98, №3. 
95.  АВЧИЕВА П.Б., БУТОРОВА И.А., ВУСТИН  М.М. Штамм дрожжей Rhodotorula 
glutinis- продуцент каротиноидов.  Пат. 21033510,  Россия.  Опубл. 27.01.98. бюл. 
№3. 
96.  АЙВАЗОВ Б.В. Введение в хроматографию. М., Высшая школа, 1983.  
97.  АТАМАНЮК  Д.И.  Действие  микробных  метаболитов  на  каротиногенез  и 
стеринообразование дрожжей. Автореф. канд. дис., Кишинев, 1970, 22 с. 
98.  АТАМАНЮК  Д.И.  Динамика  образования  отдельных  каротиноидных  пигментов  
в зависимости от действия биологически активных веществ. Изв. АН МССР, №1, 
1971, с. 25-27. 
99.  БАБЬЕВА  И.П.,  ГОЛУБЕВ  В.И.  Методы  выделения  и  идентификации  дрожжей. 
Москва.: Пищ.пром., 1979, с. 120. 
100.  БАБЬЕВА  И.П.,  ГОРИН  С.Е.  Почвенные  дрожжи.  Москва:  Изд-во  Московского 
Унив-та, 1987, с. 78 c. 
101.  БАЛХАНТ С., КОПЕРЛЯНЦ М.В., ПАЛУЛИНАЮ.Б. Безотходная биотехнология 
утилизации  отходов  консервного  производства.  Достижения  биотехнологии – 
Агропром.комплексу: Тез. Докл. Всесоюз. Конф., Черновцы, 14-16 окт. 1991, т.2, 
с.84. 
102.   БАРАНОВА Н.А., КРЕЙР В.Г., ЕГОРОВ Н.С. Рост дрожжей Rhodotorula rubra и 
биосинтез  ими  эргостерина  на  средах  с  ловастином.  Антибиотики  и 
химиотерапия,  1996, вып. 41, № 11,с. 3-6. 
103.  БЕЛОЗЕРСКАЯ  Т.А.,  ЕРШОВ  Ю.В.,  ПЕТРОВА  Н.Э.,  ДМИТРОВСКИЙ  А.А., 
КРИЦКИЙ  М.С. "Активация  биосинтеза  каротиноидов  при  генетическом 
повреждении  транспортных  механизмов  плазматической  мембраны  грибной 
клетки". Доклады РАН, 1998, т. 359, № 4, с. 548-550. 
104.  БЕРКЕР  М.  Е.,  ЛИЕПИЕНЬШ  Г.  К.,  РАЙПУЛИС  Е.  П.  Биотехнология  М.: 
Агропромиздат, 1990. 
105.   БЕРРИ Д. Биология дрожжей. Москва: Мир, 1986, с.1-85. 
 

120 
106.  БИРЮКОВ  В.В.,  КАНТЕРЕ  В.М.  Оптимизация  периодических  процессов 
микробиологического синтеза. Москва: Наука, 1985, 292 с.  
107. БОЛОТОВ  В.М.  Хроматографический  способ  идентификации  натуральных  и 
искусственных  каротиноидов  в  пищевых  продуктах.  Хранение  и  переработка 
сельхозсырья. 1998, №5, с.26-27. 
108.  Большой  практикум  по  микробиологии.  Под  ред.  Селибера  Г.Л.,  Москва:  
Высш.школа, 1962, с.490. 
109.  БРИТТОН Г. Биохимия природных пигментов. М., 1986.  
110.  БУКИН В.Н. Биотехнология на службе здоровья. Вест.Акад. Наук Рос.Фед., 1991, 
№.3, с.48-51. 
111.  БУКИН  В.Н.  Природные  антиоксиданты  в  профилактике  рака  желудка. «Врач», 
1997, №5, с.29-32. 
112.  БЮРИКОВ  В.В.,  КАНТЕРС  В.М.  Оптимизация  периодических  процессов 
микробиологического синтеза. М.: Наука, 1985, 292 с. 
113.  ВАКУЛОВА  Л.А.,  КУЗНЕЦОВА  В.П.,  КОЛОТ  Ф.Б.,  БАБЬЕВА  И.П., 
САМЛХВАЛОВ Г.И. Быстрый метод количественного определения β-каротина у 
микроорганизмов. Микробиология, 1964, т. XXXIII, вып. 6, с. 1062-1064.  
114.  ВАСИЛЬЧЕНКО  С.А.,  ОРЕХОВ  В.С.,  ЗУБАРЕВА  И.М.  Кинетика  роста  и 
каротиногенеза Blakeslea trispora на  различных  стадиях  культивирования. 
Мiкробiол. Ж, 1992, т. 54, № 4,  с. 57-60. 
115.  ВАСИЛЬЧЕНКО  С.А.,  ШКЛЯР  Г.Д.,  ОЕХОВ  В.С.  Использование  методов 
регрессионного и булевого анализа при изучении влияния растительных масел на 
каротиногенез Blakeslea trispora. Биотехнология, 1992,  №2, с.46-48. 
116.  ВАСИЛЬЧЕНКО  С.А.,  ШКЛЯР  Р.Д.,  ОРЕХОВ  В.С.  Некоторые  физиолого-
биохимические  особенности  каротинсинтезирующего  гриба Blakeslea trispora.  
Мiкробiол. Ж., 1994, т.56, №2, с. 26-31. 
117.  ВЕКИРЧИК  К.Н.  Влияние  микроэлементов  молибдена  и  никеля  на  некоторые 
биохимические  показатели  и  интенсивность  образования  клубеньков  у  растений 
люпина.  Регуляция  минерального  питания  у  раст.  Кишинев:  Штиинца, 1989, 
с.118-121. 
118.  ВЕЧЕР  А.,  КУЛИКОВА  А.Н.  Спектрофотометрическое  определение  содержания 
каротиноидов  в  биомассе  микроорганизмов.  Физиолого-биохимические  иссл. 
раст. Минск: 1967, с. 44-54. 
 

121 
119.  ГАМЫГИН Е. А., БОЕВА Т. М., КАНИДЬЕВ А.Н., ЛАТОВ В.К., ГОРДИЕНКО С. 
В,  АНДРИАНОВ В. В. Стартовый корм для рыб. Патент SU 1398119, 14.07.86.  
120.  ГЕССЛЕР  Н.Н.,  СОКОЛОВ  А.В.,  БЕЛОЗЕРСКАЯ  Т.А.  Участие  β-каротина  в 
антиоксидантной  защите  бактериальной  клетки.  Прикл.  биохимия  и 
микробиология, 2003, том 39, № 4, с. 435-437. 
121.  ГЕССЛЕР  Н.Н.,  СОКОЛОВ  А.В.,  БЫХОВСКИЙ  В.Я.,  БЕЛОЗЕРСКАЯ  Т.А. 
"Активность  супероксиддисмутазы  и  каталазы  у  каротинсинтезирующих  грибов 
Blakeslea trispora и Neurospora crassa при окислительном стрессе". Прикл. биохим. 
и микробиол., 2002, т.38, № 3, с.1-6. 
122.  ГИЛБЕРТ  Л.,  ГИЛБЕРТ  Г.,  СИРЭГГ  С.,  Амилоза  и  амилопектин  из  
картофельного  крахмала:  Методы  химии  углеводов.  Москва:  Мир, 1967, с. 308-
312. 
123.  ГОМБОЕВА С.Б., ГЕССЛЕР Н.Н., ШУМАЕВ К.Б., ХОМИЧ Т.И., МЩИСЕЕНКО 
А.Г.,  БЫХОВСКИЙ  В.Я.  Некоторые  природные  и  синтетические  антиоксиданты 
как  стабилизаторы  превращения  β-каротина  в  витамин  А.  Биохимия, 1998, вып. 
63, № 2, с.224-229. 
124.  ДЕБАБОВ  В.  Г.,  Лившиц  В.  А.  Современные  методы  создания  промышленных 
штаммов микроорганизмов. М.: Высш. шк., 1988, 208 с. 
125.  ДЕДЮХИНА  Э.Г.,  ЕРОШИН  В.К.  Незаменимые  химические  элементы  в 
регуляции метаболизма микроорганизмов. Успехи микробиологии, 1992,  вып. 25. 
с.126-142. 
126.  ДЕДЮХИНА  Э.Г.,  ЕРОШИН  В.К.,  ЧИСТЯКОВА  Т.И.  Влияние  концентрации 
цинка и марганца в питательной среде на максимальную удельную скорость роста 
дрожжей в режиме рН-ауксотрофе. Микробиология, 1989, вып. 58, №4, с. 672-674. 
127.  ДЕЕВ С.В., АВЧИЕВ М.И., БУТОРОВА И.А., АВЧИЕВА П.Б., ТЮРЕНКОВ В.А. 
Способы  получения  вододиспергируемых  антиоксидантов  липидной  природы  на 
основе компонентов биомассы гриба Blakeslea trispora.Биотехнология, 2004, № 1, 
с. 58-69. 
128.  ДЕНИСЕНКО В.В. Влияние режимов аэрации на синтез липидов и каротиноидов 
дрожжами Phaffia rhodozyma. Микробиология и биотехнология на рубеже 21 стол:  
Матер. Междун. Конф., Минск, 1-2июня, 2000, с. 110-111. 
129.  ДЕНИСОВ  В.В.,  МАРТЕМЬЯНОВА  Н.А.,  НЕТРЕСОВ  А.И.  Получение 
экологически  чистых  красителей  на  основе  микробиологического  синтеза.  Науч. 
 

122 
конф. Проблемы экологии и физиологии микроорганизмов, Москва,. 21дек., 1999: 
К110-летия со дня рожд. Проф. Успенского. Сборник трудов.,М., 2000, с.54. 
130.  ДОСПЕХОВ Б.А. Методика полевого опыта. Москва: Агропромиздат, 1985, 351 с. 
131.  ЕГОРОВ,  Н.С.  Биотехнология.  Учебное  пособие  для  вузов.  В 8 кн.  Кн.1: 
Проблемы и перспективы. Москва: Высш.шк., 1987, 159 с. 
132.  ЕРШОВ  Ю.В.,  ДМИТРОВСКИЙ  А.А.,  ПОПУЛЯК  О.В.  и  др.  Ферментативное 
превращение  торулина  и  торулародина  в  ретиналь.  Прикл.  Биохимия  и  микроб., 
1992, №5, с. 680-683. 
133.  ЗАЛАШКО, М.В. Физиологическая регуляция метаболизма  Мн.: Навука i тэхнiка, 
1991, с. 332.  
134.  ЗАЛАШКО, М.В., САЛОХИНА Г.А., КОРОЛЕВА И.Ф. Влияние ионов железа на 
развитие  процесса  перекисного  окисления  липидов  у  дрожжей.  Микробиология, 
1999, том 68, № 3, с. 362-365. 
135.  ИЛЬИНА  И.Д.,  РУДЕНКО  В.Н.  Способ  приготовления  стартовых  кормов  для 
личинок рыб. Патент SU 1522455, 30.06.87. 
136.  КАРНАУХОВ В.Н. Биологические функции каротиноидов. Москва, 1993, 248с. 
137.  Каротинсинтезирующие дрожжи. Квасников Е.И.,  Васкивнюк В.Г.,  Суденко В.И. 
и др.,  Киев: Наукова думка, 1980, 171 с. 
138.  КВАСНИКОВ  Е.И.,  ЩЕЛКОВА  И.  Ф.  Дрожжи.  Биология.  Пути  использования. 
Киев: Наук. Думка, 1991, 332 с. 
139.  КЕЙТС М. Техника липидологии. Москва: Мир, 1975, с. 322.  
140.  КИРИЛЛОВА  Л.М.,  ЗАЙЧЕНКО  А.М.  Каротиногенез Rhodotorula glutinis при 
культивировании  на  средах  с  трихотеценовыми  митоксинами  и  дифениламином.  
Микробиол. Ж., 1996, вып. 58, №3., с.88-93. 
141.  КОЗЛОВСКИЙ  А.Г.,  ЖЕЛИФОНОВА  В.П.,  ВИНОКУРОВА  Н.Г.,  ОЗЕРСКАЯ 
С.М.  Влияние  микроэлементов  на  биосинтез  вторичных  метаболитов Penicillium 
citrinum Thom BKM F-1079. Микробиология, 2000, том 69, № 5, с. 642-646. 
142.  КОЛЬЦОВА 
З.В., 
МИШИНА 
В.С. 
Каротиноидные 
препараты,  
микробиологический  синтез  и  их  применение  в  животноводстве  и  пищевой 
промышленности. Москва: Обзор, 1984, 40с. 
143.  КАЛУНЯНЦ  К.А.,  ЕЗДАКОВ  Н.В.,  ПИВНЯК  И.Г.  Применение  продуктов 
микробиологического синтеза в животноводстве. Москва: Колос, 1980, 288с 
144.  КОНРАД Г. Выделение полисахаридов из грамотрицательных бактерий: Методы 
исследования углеводов. Москва: Мир, 1975, 195 с. 
 

123 
145.  КРЕЙЧИ  М.,  ПАЙЮРИК  Я.  Вычисления  и  методы  в  сорбционной  колоночной 
хроматографии. Москва, 1993, 102 с.     
146.  ЛАДЫГИН В.Г. Биохимия. 2000, т. 65, № 10, С. 1317-1333.  
147.  ЛАЫГИН  В.Г.,  ШИРШИКОВА  Г.Н.  Стрессоустойчивость  микроводорослей  с 
различным  содержанием  α-  и  β-  каротинов.  Прикл.  Биохимия  и  микробиология, 
1994, том 30, вып. 3, с. 425-429.  
148.  ЛЕЩЕНСКАЯ И.Б. Микробная биотехнология. Казань: УНИПРЕСС: ДАС, 2000, 
с. 268. 
149.  ЛЮДНИКОВА Т.А., Крицкий М.С. Исследование регуляторного взаимодействия 
путей  биосинтеза  и  денатурации  жирных  кислот  и  каротиноидов  у  мутантов 
Neurospora crassa. Прикл. Биохим. и микроб.,1992, т.28, вып.4.с.571-578. 
150.  МАКСИМОВ  В.Н.  Многофакторный  эксперимент  в  биологии.  Москва:  МГУ, 
1980, 280 с. 
151.  МЕЦЛЕР Д. Биохимия. Химические реакции в живой клетке. Москва, 1986,  том 
2-3, 600 с. 
152.  МИКУЛИН  А.Е.  Функциональное  значение  пигментов  и  пигментации  в 
онтогенезе рыб. М., 2000, с. 68-74. 
153.  ОСТРОУМОВА  Н.И.,  АРШАВСКИЙ  Д.С.,  ЕРМАКОВА  С.В.,  ГРИГОРЯН  А.Н., 
ГОЛОВКИНА Г.П., БАЛАХАНОВА В.Н. Стартовый корм для карпа. Патент SU  
1575333, 19.12.88. 
154.  Новые методы анализа аминокислот, пептидов и белков. Пер. с англ. Овчинникова 
Ю.А., 1974, с. 103.  
155.  ПАТТЕРСОН Д. Пигменты (Введение в физическую химию пигментов).Л.:Изд-во 
«Химия», 1971, 176 с. 
156.  ПЕТРУНЯКА  В.В.  Сравнительное  распределение  и  роль  каротиноидов  и 
витамина А в тканях животных. Журн. эвол. биохим. и физиол.,1979. т.15, № 1, с. 
36-39. 
157.  ПОДГОРСКИЙ  В.С.,  ИВАНОВА  В.Н.  Биотехнологическое  использование 
отходов растениеводства. Киев: Наукова Думка, 1990, С.54-68с. 
158.  ПОДОПРИГОРА  О.,  ДАЦЮК  Н.Д.,  БАРУСКЕВИЧ  Б.М.  и  др.  Синтез 
каротиноидных  пигментов  дрожжами Phaffia rhodozyma  на  нетрадиционных 
источниках питания. Мiкроб. Ж.,1996, вып. 58, №3, с.44-48. 
159.  ПОДОПРИГОРА  О.,  ДАЦЮК  Н.Д.,  БАРУСКЕВИЧ  Б.М.,  КЛИМ  Н.Р.  Биосинтез 
каротиноидных пигментов базидиомицетами. Микробиол. Ж.,1994, №1, с.97-98. 
 

124 
160.  ПОДОПРИГОРА 
О.И., 
ПОПУЛЯХ 
О.В., 
ТРЕТЯК 
О.Т. 
Получение 
высокопродуктивных  штаммов  дрожжей Phaffia rhodozyma–продуцентов 
каротиноидов. Микробиол. Ж., 1996, вып. 58, №4,с. 19-24. 
161.  ПРИЩЕП О.Ю. Влияние ионола на рост дрожжей с различными типами дыхания.  
Микробиология  и  биотехнология  на  рубеже 21 стол:  Матер.  Междун.  Конф., 
Минск, 1-2июня, 2000, с. 76-77. 
162.  Промышленная микробиология. Под ред. Н. С. Егорова. М.: Высш. шк., 1989, 
        688 с. 
163.  РАБОТНОВА И.Л. Антибиотики и мед. биотехнология. 1986, № 7, с. 508-513. 
164.  РАБОТНОВА  И.Л.,  БОБКОВА  Г.Н.  Условия  образования  каротиноидов  у 
микобактерий и дрожжей, использующих углеводороды. IX Междун. конгресс по 
микроб. Тезисы докладов,  1966, с.266. 
165.  РАЗУМОВСКИЙ  П.Н.,  АТАМАНЮК  Д.И.,  ЗЛОТОУСТ  М.А.,  ЯКИМОВА  Г.И. 
Действие  биологически  активных  веществ  на  микроорганизмы.  Кишинев: 
Штиинца, 1975, 160с. 
166.  РАМАЗАНОВ  З.М.,  КЛЯЧКО-ГУРВИЧ  Г.П.,  КЕНОФОНОВА  А.А.,  СЕМЕНКО 
В.Е.  Влияние  субоптимальных  температур  на  содержание  каротина  и  липидов  у 
галофильной  водоросли Dunaliella salina. Микробиология, 1994, т.63,  №6,  с.101-
104. 
167.  РУДИК В.Ф., ЧАПУРИНА Л.Ф., ДЬЯКОН И.А., КАЙТРЕК Л.Н. Стимулирующее 
действие 
координационных 
соединений 
переходных 
металлов 
с 
α-
аминокислотами  на  рост  и  продуктивность  микроводорослей.   Изв.  Акад.  Наук 
Р.Молдова. Биол. и Хим. Науки, 1993, №3-с.21-24.с. 161-164. 
168.  Руководство к практическим занятиям по микробиологии. Егоров  Н.С.  М.: МГУ, 
1995, 244с. 
169.  СААСОН А. Биотехнология: свершения и надежды. М.: Мир, 1987. 
170.  САКОДЫНСКИЙ  К.И.,  БРАЖНИКОВ  В.В.,  ВОЛКОВ  С.А.,  ЗЕЛЬВЕНСКИЙ 
В.Ю.,  ГАНКИНА  Э.С.,  ШАЦ  В.Д.  Аналитическая  хроматография.  М.,  Химия, 
1993.  
171.  СКЛЯРОВ  В.Я.,  ГАМЫГИН  Е.А.,  РЫЖКОВ  Л.П.  Способ  приготовления  корма 
для молоди карповых рыб. Патент SU 1398119, 1986. 
172.  ТЕРЕШИНА  В.М.,  МЕМОРСКАЯ  А.С.,  ФЕОФИЛОВА  Е.П.  Экспресс – метод 
определения содержания β-каротина и ликопина. Микробиология, т. 63, вып. 6, с. 
1111-1116. 
 

125 
173.  УДРИЧЕ  Т.А.,  НЕЙЛАНД  Я.А.  Биологическая  роль  цинка.  Рига:  ЗИНАТНЕ, 
1981, 180.с. 
174.  УИЛЬЯМС Д. Металлы жизни.  М.: Мир, 1975, с. 23.  
175.  УПИТИС В.В. Макро и микроэлементы в оптимизации питания микроводорослей.  
Рига: ЗИНАТНЕ, 1983,240с. 
176.  ФЕДОРОВИЧ  Д.В.,  ШАВЛОВСКИЙ  Г.М.,  ДЕДИШИН    Е.Е.  О  системе 
транспорта  железа  с  участием  цитрата  у Pichia guilliermondi. Микробиология, 
1989, т.58, №3, с.370-376. 
177.  ФЕОФИЛОВА Е.П. Каротиноиды грибов: биологические функции и практическое 
использование. Прикладная биохимия и микробиология, 1994, вып. 30, №2, с.181-
195. 
178.  ФЕОФИЛОВА Е.П. Пигменты микроорганизмов. Москва: Наука, 1974, с. 218. 
179.  ФЕОФИЛОВА  Е.П.,  ТЕРЕШИНА  В.М.,  МЕМОРМКАЯ  А.С.  Регуляция  синтеза 
ликопина  у  мукорового  гриба Blakeslea trispora производными  пиримидина. 
Микробиология, том 64, 36, с. 734-740. 
180.  ФОМИНА  Е.В.,  ЧИБИЛЯЕВ  Т.Х.,  ВАЙНШТЕЙН    В.А.,  САПОЖНИКОВА  С.М. 
Исследование  реологических  свойств  и  стабильности  эмульсионных  мазей  с  β-
каротином и антибиотиками. 5-й Рос.нац. конгр. «Человек и лекарство», Москва, 
21-25 апр., 1998. Москва: Тез. Докл.,  1998, с.630. 
181.  ХРАПОВА  Н.Г.  Биоантиоксиданты  в  регуляции  метаболизма  в  норме  и 
патологии. М.: Наука, 1982, с.59-73. 
182.  ХИГГИНС И., БЕСТА Д. и ДЖОНС Дж. Биотехнология: принципы и применение. 
Москва: Мир, 1988. 
183.  ЧИБИЛЯЕВ  Т.Х.,  ВАЙНШТЕЙН  В.А.,  САПОЖНИКОВ  С.Н.  Влияние  ПАВ  и 
компонентов на их основе на стабильность β-каротина в эмульсионной мази. 5-й 
Рос.нац.  конгр. «Человек  и  лекарство»,  Москва, 21-25 апр., 1998. Тез.  Докл.-М.: 
1998, с.635. 
184.  ЧИСТЯКОВА  Т.Н.,  ДЕДЮХИНА  Э.Г.,  ЕРОШИН  В.К.  Исследование  влияния 
ионов  цинка  на  накопление  хлорофилла  и  начальные  этапы  его  образования  в 
зеленеющих  проростках  ячменя.  Физиология  растений, 1999, – т.46.  №4,  с. 57-
579. 
185.  ШЕЛЕПОВА  В.М.,  ШАШКИН  П.Н.,  ШЕРЕНЕШЕВА  Н.И.  Материалы 
симпозиума "Каротиноиды в онкологии". Москва, 1992 с. 120-125 
 

126 
186.  ЩЕРБАКОВ  Л.  Биохимия  и  товароведение  масличного  сырья.  Л..: 
Агропромиздат, 1991, 304 с. 
187.  ШКОЛЬНИК М.Я. Микроэлементы в жизни растений.  Ленинград: Наука, 1974, с. 
112-448.
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 

127 
Chiriţa Elena  
”Sinteza orientată a carotenoidelor de către  
drojdii şi perspectiva utilizării lor” 
Teza de doctor în biologie. Chişinău 2005, 129 pag., 21 tab., 27 fig., 187 surse bibliografice. 
Cuvinte - cheie:   Rhodotorula gracilis, carotenoide, surse netradiţionale de nutriţie, precursori, 
predecesori, β-caroten, torulină, torularodină,  
 
ADNOTARE 
 
        În lucrare sunt prezentate rezultatele cercetărilor ştiinţifice în domeniul sintezei orientate a 
carotenoidelor la drojdii, elaborării tehnologiilor de obţinere a preparatelor noi în baza drojdiilor 
pigmentate. 
 Cercetările efectuate asupra screeningului culturilor de drojdii cu proprietăţi de formare a 
carotenoidelor ,  a permis de a selecta  tulpina de drojdie Rhodotorula gracilis CNMN-YS-03 cu 
productivitate înaltă şi conţinut sporit de pigmenţi carotenoidici  (8853,3µg/l). 
 
Pentru elaborarea metodelor de sinteză orientată a carotenoide şi sporirea productivităţii 
drojdiilor s-au folosit surse netradiţionale de hrană (extract din şrotul de struguri, mere,  tomate), 
predecesori (acetat de sodiu, acetat de zinc, acid citric), inductori (ulei de floarea-soarelui, ulei 
de porumb, soia) şi compuşii coordinativi ai fierului ([Fe2Mn(CCl3COO)6(CH3OH)3], 
[Fe2NiO(CCl3COO)6(CH3OH)3]). 
 
În baza metodelor de planificare matematică au fost elaborate procedee şi optimizate 
medii de cultură ce permit sporirea conţinutului de biomasa, de pigmenţi carotenoidici,  de β -
carotină, torulină şi torularodină.   
 Mediul 
de 
nutriţie MZ-30 suplimentat cu extract din şrotul de tomate, acid citric şi 
[Fe2NiO(CCl3COO)6(CH3OH)3] permite sporirea conţinutului sumar al carotenoidelor până la 
15213,66 µg/l.  
      Cultivarea drojdiilor genului Rhodotorula pe mediul optimizat cu adaos de extract  din şrotul 
de tomate şi acid citric  permite sporirea biosintezei β-carotenului până la 4056,2µg/l. Mediul de 
nutriţie îmbogăţit cu ulei de porumb, permite sporirea conţinutului de torulină până la 
7208,291µg/l. 
        Cultivarea drojdiilor pigmentate pe mediul de nutriţie în componenţa căruia intră uleiul de 
porumb şi acidul citric, stimulează sinteza torularodinei în biomasa drojdiei până la 2730,5µg/l. 
 
În scopul obţinerii biomasei drojdiilor genului Rhodotorula cu conţinut prognozat de zinc 
a fost elaborat mediul de nutriţie cu adaos de extract din şrotul de tomate, ulei de porumb şi 
[Zn(Gly)(Dl-Ser)]. Cultivarea drojdiilor ce sintetizează carotenoizi pe aşa tip de mediu permite 
de a obţine biomasa până la 16,31g/l ce conţine 1,87mg% de zinc. 
 
S-au elaborat tehnologii şi scheme de obţinere a două preparate pe baza drojdiilor 
pigmentate din genul Rhodotorula propuse pentru stimularea dezvoltării icrelor şi larvelor, cât şi 
ca hrană start la peşti. 
 Rezultatele 
obţinute permit de a include tulpina Rhodotorula gracilis CNMN-YS-03 în 
lista obiectelor de perspectivă în biotehnologie, cu scopul utilizării ei la obţinerea pigmenţilor 
carotenoidici şi a biopreparatelor cu spectru larg de utilizare. 
 
 
 
 

 

128 
Kiritsa Elena 
«The directed synthesis of carotinoids by  
yeasts and the perspectives of its use» 
 
Dissertation of Dr. in biology.  Chisinau, 2005,  p.129,  tab. 21, fig. 27, bibl. 187. 
Key words: yeast, biomass, carotinoids,  β- carotin, toruline,  torularodine, nutrient medias, 
inductors, coordination compounds, extracts.
 
 
The resume 
 
          This work is dedicated to scientific and applied research in the fields of directed synthesis 
of carotinoids by yeasts and to estimation of the perspectives of their use. It consists of 
experimental research on the biosynthesis of carotinoids by the yeasts of genus Rhodotorula, 
cultivated on various nutrient media, and of obtaining preparations for aquaculture. 
          The yeast strain Rhodotorula gracilis CNMN-YS-03 with the most productive carotinoid 
biosynthesis (8841,989 mkg/l) was selected as a result of screening the strains with the ability to 
synthesize carotinoids.  
         Nonconventional nutrient sources (extracts from grape, apple and tomato waste products), 
precursors (sodium acetate, zinc acetate and citric acid), inductors of carotinoid biosynthesis 
(sunflower, olive, corn and soya oils, retinol) and coordination complexes 
([Fe2Mn(CCl3COO)6(CH3OH)3],  [Fe2NiO(CCl3COO)6(CH3OH)3])  were used for development 
of procedures for the directed carotinoid biosynthesis and yeast productivity stimulation.  
Nutrient media that most effectively stimulated the biosynthesis of all carotinoid 
pigments,  β-carotin, toruline and torularodine were obtained by using the methods of 
mathematical planning of experiments.  
The nutrient medium that was rich with organic compounds and had additions citric acid, 
extracts from tomato waste products and [Fe2Mn(CCl3COO)6(CH3OH)3] permitted to increase 
the total content of carotinoids up to 15213,66 mkg/l. 
 Another medium for cultivation of pigment yeasts that had the same nutritive basis plus 
additions of tomato extract and citric acid increased the biosynthesis of β-carotin up to 4056,200 
mkg/l. Presence in nutrient medium of corn oil increased the content of the toruline pigment up 
to 7208,291 mkg/l. 
      Cultivation  of  pigment  yeasts  in  the  organic medium that includes corn oil and citric acid 
stimulated the synthesis of torularodine in the yeast biomass up to 2730,496 mkg/l. 
A nutritive medium that consisted of the tomato extract, corn oil and [Zn (Gly) (DL-
Ser)] was developed for obtaining the biomass of the yeasts of genus Rhodotorula  with 
predictable zinc content. This medium permitted to obtain up to 16,31 g/l of the biomass of 
carotinoid synthesizing yeasts containing 1,87 mg% of zinc. 
Technologies and schemes were elaborated for obtaining two preparations for 
stimulation of the development of caviar and larvae and for starting fish forage. They are based 
on exometabolites and Zn enriched biomass of yeasts of genus Rhodotorula  with ability for 
carotinoid synthesis.  
The obtained results permit to include the red yeast Rhodotorula gracilis CNMN-YS-03 
into the list of the perspective objects of biotechnology that can be used for production of 
carotinoid pigment and development of biopreparations with a wide spectrum of application. 
 
 
 
 
 

 
 

129 
Кирица Елена 
«Направленный синтез каротиноидов у  
дрожжей и перспектива их использования» 
 
Диссертация на соискание ученой степени доктора биолгии. Кишинев, 2005,  с.129,  
 табл.. 21, рис.. 27, библ.. 187. 
   Ключевые слова: дрожжи, биомасса, каротиноиды, β-каротин, торулин, 
торулародин, питательные среды, индукторы, координационные соединения, экстракты 
растительных шротов. 
Резюме 
         Работа  посвящена  научно-прикладным      исследованиям  в  области  направленного 
синтеза  каротиноидов  дрожжами  и  перспективности  их  использования.  Состоит  из 
экспериментальных  исследований  по  биосинтезу  каротиноидов  дрожжами  рода 
Rhodotorula, культивируемых на различных питательных средах и разработки технологии 
получения препаратов для аквакультуры. 
         Исследования, проведенные по скринингу штаммов дрожжей с каротинообразующей 
способностью,  позволили  отобрать  наиболее  высокопродуктивный  штамм  дрожжей 
Rhodotorula gracilis CNMN-YS-03, обладающий способностью к повышенному биосинтезу 
каротиноидных пигментов (8853,303 мкг/л).  
        Для  разработки  способов  направленного  синтеза  каротиноидов  и  повышения 
продуктивности  дрожжей  использовались:  нетрадиционные  источники  питания 
(экстракты    виноградных,  яблочных,  томатных  выжимок),  предшественники  (ацетат 
натрия,  ацетат  цинка,  лимонная  кислота),  индукторы  каротиногенеза  (подсолнечное, 
оливковое,  кукурузное,  соевое  масла  и  ретинол)  и  координационные  соединения  железа  
([Fe2Mn(CCl3COO)6(CH3OH)3],  [Fe2NiO(CCl3COO)6(CH3OH)3]). 
На основе методов математического планирования были разработаны питательные 
среды,  позволяющие  увеличить  эффективность  биосинтеза  общего  количества 
каротиноидных  пигментов,  β-каротина,  торулина  и  торулародина.  Питательная 
органическая среда MZ-30, содержащая экстракт томатных выжимок, лимонную кислоту 
и [Fe2NiO(CCl3COO)6(CH3OH)3],  позволяет  увеличить  суммарное  содержание 
каротиноидов до 15213,66  мкг/л. Среда для культивирования дрожжей, в состав которой 
включены  экстракт  томатных  выжимок  и  лимонная  кислота,  способствует  увеличению 
содержания β-каротина в биомассе до 4056,200 мкг/л.  Наличие в среде кукурузного масла 
способствует  наибольшему  выходу  торулина,  количество  которого  в  биомассе  дрожжей 
достигает 7208,291 мкг/л.  При  культивировании  пигментных  дрожжей  на  органической 
среде  с  дополнительным  введением  кукурузного  масла  и  лимонной  кислоты,  синтез 
торулародина   достигает  2730,496 мкг/л.   
Для  получения  биомассы  дрожжей    с  прогнозируемым  содержанием  цинка  был 
оптимизирован  состав  питательной  среды,  включающий  экстракт  томатных  выжимок, 
кукурузное масло и [Zn(Gly)(DL-Ser)], что позволяет  получить 16,31 г/л сухой биомассы,  
содержащей до 1,87 мг% цинка. 
       Разработаны    технологии  и схемы получения  препаратов на основе экзометаболитов 
и  цинксодержащей  биомассы  каротинсинтезирующих    дрожжей  рода  Rhodotorula.     
Экспериментально 
доказана 
эффективность 
использования 
биопрепаратов 
способствующих увеличению  жизнеспособности, стимуляции развития личинок и  икры,  
а  также  в  качестве  стартового  корма  для  рыб.  Полученные  результаты  позволяют 
включить  красные  дрожжи Rhodotorula gracilis CNMN-YS- 03 в  число  перспективных 
объектов  биотехнологии  с  целью  их  использования  в  качестве  основы  для  получения 
каротиноидных пигментов и биопрепаратов с широким спектром применения.  

 


 

А также другие работы, которые могут Вас заинтересовать

80501. Господарство первісного суспільства та його еволюція на етапі ранніх цивілізацій 74 KB
  Кожному із цих етапів світової історії були притаманні певні риси особливості здобутки матеріальної культури заняття та знаряддя праці. Для нього були характерними примітивні знаряддя праці збиральництво мисливство рибальство як основні види господарювання що свідчило про привласнювальний характер цієї епохи. У мезоліті середньому кам\'яному віці вдосконалювалися знаряддя праці первісних людей. Визначальними рисами міднобронзового віку були існування відтворюючого господарства швидкий розвиток орного землеробства тваринництва...
80502. Особливості господарського розвитку та економічної думки періоду формування світових цивілізацій (VІІІ ст. до н.е. – V ст. н.е.) 57 KB
  Особливості господарського розвитку та економічної думки періоду формування світових цивілізацій VІІІ ст. Це виявилося в економічному розвитку Греції і Риму. прогрес у землеробстві привів до відокремлення ремесла від сільського господарства й розвитку торгівлі між окремими районами Греції. Господарство Спарти було відсталим грошовий обмін не набув розвитку.
80503. Розроблення інвестиційної стратегії підприємства 199 KB
  Поняття інвестиційної стратегії її зв’язок із загальною стратегією економічного розвитку підприємства порядок розроблення. Принципи і послідовність розробки інвестиційної стратегії підприємств. Основні підходи до обґрунтування стратегічних цілей напрямів та форм інвестиційної діяльності.
80504. Управління фінансовими інвестиціями підприємства 140.5 KB
  Учасники ринку цінних паперів та їх функції. Ринок цінних паперів. Порядок формування портфеля цінних паперів. Боргові цінні папери формують кредитнопозикові відносини власника та емітента цінних паперів і характеризуються чіткою прогнозованістю інвестиційного доходу розмір якого можна визначити в будьякий момент їх обертання.
80505. Управління інноваційними інвестиціями підприємства 181 KB
  Управління інноваційними інвестиціями підприємства План лекції: Економічна сутність інновацій та інноваційного процесу Інструменти державної підтримки інноваційної діяльності в Україні. Економічна сутність інновацій та інноваційного процесу Основною формою реальних інвестицій є інноваційні інвестиції які реалізуються в процесі інноваційної діяльності підприємства.
80506. СУТНІСТЬ, МЕТА ТА ФУНКЦІЇ ІНВЕСТИЦІЙНОГО МЕНЕДЖМЕНТУ В УМОВАХ РИНКУ 249 KB
  Економічна сутність інвестицій та інвестиційної діяльності підприємств Поняття інвестиція виступає первинною категорією яка є базою побудови ієрархії решти категорій що відображають відтворення основного та оборотного капіталів. В різних розділах науки і різних галузях практичної діяльності зміст поняття інвестиції має свої особливості а саме: в макроекономіці інвестиції є частиною сукупних витрат що складаються з витрат на нові засоби виробництва інвестицій в житло і приросту товарних запасів. Категорія інвестиції входить...
80507. УПРАВЛІННЯ РЕАЛЬНИМИ ІНВЕСТИЦІЯМИ ПІДПРИЄМСТВА 99 KB
  На більшості підприємств реальне інвестування є основною формою інвестиційної діяльності. Реальне інвестування має ряд особливостей які обумовлені економічною потребою їх здійснення а саме: Процес стратегічного розвитку підприємства є сукупністю реалізованих інвестиційних проектів які пов’язані з успішним проникненням на товарні і регіональні ринки збільшенням операційних активів і зростання ефективності їх використання підвищенням ринкової вартості підприємств; Тісний зв’язок з операційною діяльністю через необхідність забезпечення...
80508. Політика управління портфелем фінансових інвестицій підприємства 106 KB
  Оцінка ефективності інвестування в окремі фінансові інструменти. Оцінка ефективності інвестування в облігації. Оцінка ефективності інвестування в акції. Оцінка ризиків окремих фінансових інструментів інвестування.
80509. Стратегія управління формуванням інвестиційного капіталу підприємства 99.5 KB
  Поняття інвестиційних ресурсів підприємства принципи передумови та порядок розроблення стратегії їх формування. Політика формування інвестиційних ресурсів підприємства. Поняття інвестиційних ресурсів підприємства принципи передумови та порядок розроблення стратегії їх формування. Політика формування інвестиційних ресурсів підприємства.