70311

Изучение фотолиза триптофана и триптофановых остатков в белках под действием УФ-излучением методом флуориметрии

Контрольная

Биология и генетика

Вторичное излучение исследуется в следующих случаях: исследуемая молекула испускает излучение в неудобной спектральной области и 2 исследуемая молекула вообще не способна к флуоресценции. Другой вариант действий в такой ситуации химическая модификация исследуемых соединений с целью...

Русский

2014-10-18

1.96 MB

6 чел.

PAGE  1

  1.  

РАБОТА № 5

Изучение фотолиза триптофана и триптофановых остатков в белках под действием УФ-излучением методом флуориметрии

ТЕОРЕТИЧЕСКОЕ ВВЕДЕНИЕ

Количественный флуориметрический анализ

Флуориметрический анализ весьма широко используется для количественного определения содержания веществ, способных к флуоресценции. Метод основан на регистрации собственного (первичного) или вторичного излучения света исследуемыми молекулами. Вторичное излучение исследуется в следующих случаях: (1) исследуемая молекула испускает излучение в неудобной спектральной области и (2) исследуемая молекула вообще не способна  к флуоресценции. В тех случаях, когда флуоресцирующие молекулы в изучаемом объекте отсутствуют, или их флуоресценция очень слаба или неудобно расположена в спектральном плане, можно специально ввести в объект подобные соединения (флуоресцентные зонды или флуоресцентные метки), связывающиеся нековалентно (зонды) или ковалентно (метки) с исследуемыми молекулами. Другой вариант действий в такой ситуации – химическая модификация исследуемых соединений с целью их трансформации в продукты, способные к интенсивной флуоресценции.

Для того, чтобы можно было определить количество флуорофора (испускающего флуоресценцию вещества) в объекте, необходимо знать, как зависит интенсивность его флуоресценции от концентрации. Мы не будет приводить здесь полный вывод этой зависимости, который доступен в литературе (см., например, Владимиров Ю.А., Потапенко А.Я. Физико-химические основы фотобиологических процессов. М.: «Дрофа», 2006, с. 40). Напомним, что эта зависимость имеет следующий вид:

где Jф – интенсивность флуоресценции исследуемого вещества; J0 – интенсивность падающего на образец возбуждающего света; k – коэффициент, отражающий чувствительность флуориметра, qквантовый выход флуоресценции (доля поглощенных квантов, которые излучаются в виде квантов флуоресценции); - молярный коэффициент поглощения флуорофора на длине волны возбуждающего света, с – молярная концентрация флуорофора в объекте, l –длина оптического пути. Произведение с l = D, оптической плотности объекта, обусловленной флуорофором.

При малых концентрациях (и, следовательно, оптических плотностях) исследуемого флуорофора эта формула упрощается:

Обратите внимание на то, что в общем случае зависимость Jф нелинейна (носит экспоненциальный характер), тогда как линейная зависимость между концентрацией флуорофора в объекте и интенсивностью флуоресценции выполняется в очень ограниченных пределах оптической плотности, причем эти пределы для данного конкретного флуорофора, как правило, заранее неизвестны. Поэтому при решении количественной флуориметрической задачи обычно изначально измеряются калибровочные зависимости (Jф=f(c)) с использованием чистых растворов определяемого вещества с известной концентрацией, которые затем и используются для определения количества флуорофора в объекте. При этом, естественно, необходимо, чтобы флуоресценция исследуемого вещества в объекте была такой же, как и при построении калибровочной зависимости. Однако, в биологических объектах очень часто имеют место явления, очень сильно влияющие на измеряемую величину Jф. Это экранировка возбуждающего света, реабсорбция флуоресценции, ее тушение, светорассеивание и неоднородное распределение исследуемого соединения по объему объекта.

Поскольку степень воздействия всех этих явлений на величину Jф зависит от применяемой схемы измерения этого показателя, сначала рассмотрим этот вопрос.

Применяется 3 основные схемы регистрации Jф, различающиеся углом между направлениями падения возбуждающего света J0 на объект, и регистрации квантов флуоресценции. Этот угол может быть (1) тупым; (2) 900; (3) 00 (рис. 1). Использование схем (1) и (2) возможно потому, что флуоресценция, как правило, изотропно распределена в пространстве, т.е. кванты флуоресцении могут с одинаковой вероятностью покидать объект в любом направлении. Во всех случаях для отделения квантов флуоресценции от квантов возбуждающего света применяются либо светофильтры, либо монохроматоры (иногда – комбинация этих устройств).

Регистрируемый фотосигнал при измерении флуоресценции будет складываться из собственно Jф, и квантов так называемого паразитного света.

Паразитный (или «рассеянный») свет складывается из следующих компонентов: (1) части излучения источника возбуждающего света в области флуоресценции исследуемого вещества, проходящей через монохроматор из-за его неидеальности; (2) света, возникающего из-за комбинационного рассеивания возбуждающего излучения (так называемый «красный спутник»; если излучение рассеивается молекулами воды, то это излучение смещено на 20-50 нм в длинноволновую сторону относительно длины волны возбуждающего света); (3) люминесценции кюветы и растворителя. Влияние на результаты флуориметрии компоненты (1) паразитного света будет особенно велико при угле между направлениями возбуждения и регистрации флуоресценции, равном 0о (схема 3 на рис. 1, называется также «регистрацией флуоресценции в проходящем свете»). Поэтому такая схема измерения Jф применяется очень редко. При применении схем (1) и (2) на рис. 1 влияние паразитного света будет значительно только при сильном светорассеивании в исследуемом объекте.

Эффект экранировки возбуждающего света наблюдается в тех случаях, когда в объекте, помимо исследуемого флуорофора, содержатся и другие вещества, способные поглощать возбуждающий свет. Нужно заметить, что в биологических объектах такая ситуация обычна. Из-за того, что часть квантов возбуждающего излучения поглощается другими молекулами и не вызывает возбуждения молекул изучаемого флуорофора, величина Jф оказывается заниженной. При количественном флуориметрическом анализе неучет эффекта экранировки приводит к занижению результата измерений, т.е. неправильной оценке содержания вещества в объекте. Для того, чтобы избежать этого, определяется поправочный коэффициент на экранировку возбуждающего излучения, э, с помощью которого затем корректируются измеренные величины Jф:


где Jф – интенсивность флуоресценции с поправкой на экранировку; Jф – измеренная интенсивность флуоресценции, D – оптическая плотность исследуемого флуорофора в объекте, а Dэ – суммарная оптическая плотность всех содержащихся в нем экранирующих возбуждающее излучение примесей. Вывод приводимых выше формул для расчета поправки на эффект экранировки содержится в первом издании этого практикума. К сожалению, для расчета поправочного коэффициента требуется знание D, а это, собственно, и является решением задачи количественной флуориметрии. Но, если общая оптическая плотность объекта (Dоб= D+ Dэ) достаточно мала (Dоб<<1), э будет близок к единице, т.е. экранировкой в сильно разбавленных образцах можно пренебречь. Правда, при разведении падает концентрация определяемого флуорофора, а следовательно - чувствительность флуориметрического количественно анализа.

Эффект реабсорбции квантов флуоресценции состоит в повторном поглощении этих квантов другими молекулами, присутствующими в объекте. При этом в качестве реабсорбирующих молекул могут выступать не только примеси, но и собственно молекулы исследуемого вещества (если спектры его поглощения и флуоресценции перекрываются). В последнем случае принято говорить о собственной реабсорбции. Поскольку наличие реабсорбции приводит к снижению Jф с теми длинами волн, которые реабсорбируются, а при собственной реабсорбции поглощаются коротковолновые кванты флуоресценции, наличие этого эффекта приводит к кажущемуся длинноволновому сдвигу максимума в регистрируемом спектре флуоресценции. Если же реабсорбция осуществляется веществами-примесями, регистрируемый спектр флуоресценции может быть искажен различным образом, в зависимости от того, какие кванты флуоресценции реабсорбируются. Искажение спектров флуоресценции вследствие реабсорбции осложняет качественный флуориметрический анализ, основанный на исследовании этих спектров, а снижение величины Jф вследствие этого явления искажает результаты количественного. Как и в случае экранировки, искаженные вследствие реабсорбции результаты флуориметрии можно выправить с помощью поправочного коэффициента р. Для получения истинной величины Jф измеренные значения интенсивности флуоресценции умножают на соответствующий р. Собственно же р определяется на каждой из длин волн по формуле:

Обозначения в этой формуле те же, что и формуле для расчета э, только Dэ заменено на Dpсуммарную оптическую плотность всех реабсорбирующих флуоресценцию соединений. Как и в случае экранировки возбуждающего света, влияние реабсорбции флуоресценции на результаты флуориметрии падает при снижении оптической плотности объекта (т.е. его разведении). Однако, поскольку этот прием может существенно снизить точность флуориметрического анализа из-за снижения концентрации определяемого флуорофора, чаще прибегают к экспериментальным способам ослабления экранировки и реабсорции. В частности, оба этих явления относительно слабо влияют на регистрируемую Jф при применении схемы регистрации флуоресценции (1) на рис. 1 (такой способ принято называть «регистрацией флуоресценции с передней стенки кюветы»).

 Миграцией энергии называется безизлучательный перенос энергии электронного возбуждения с одной молекулы (донора) на другую (акцептор) на расстояния, превышающие межатомные, и не связанный с соударением молекул. Реально наличие миграции энергии приводит к снижению Jф молекулы-донора за счет снижения величины квантового выхода ее флуоресценции (q). Для устранения миграции следует тем или иным способом увеличить расстояние между донором и акцептором – вероятность миграции энергии обратно пропорциональна этому расстоянию в 6-й степени. Из-за столь сильной зависимости от расстояния между донором и акцептором в истинных растворах миграция энергии на практике не наблюдается, если только донор и акцептор не входит в состав одного надмолекулярного комплекса и не находятся достаточно близко друг к другу. Более подробно явление миграции энергии будет рассмотрено в теоретическом введении к работе №7.

 Тушение флуоресценции – снижение величины Jф за счет падения q, вызванного воздействием молекул-тушителей. Во время взаимодействия с тушителем энергия возбужденного электрона, как правило, растрачивается на тепловые колебания. К числу сильных тушителей относятся кислород и ионы парамагнитных металлов (включая ионы железа).

 Светорассеивание в мутных образцах также влияет на величину Jф. Влияние это разнонаправленное, и зависит от схемы регистрации флуоресценции и типа светорассеивания. Чаще всего, однако, регистрируемая величина Jф в мутных объектах оказывается заниженной.

Кинетический метод измерения квантового выхода фотохимических реакций

В основе практически всех фотобиологических процессов лежат фотохимические реакции в биологически значимых молекулах. Поскольку вероятный вклад конкретной фотохимической реакции в фотобиологический эффект заранее неизвестен, при фотобиологических исследования часто бывает необходимо выяснить, насколько эффективно идет тот или иной фотохимический процесс в изучаемом объекте.

Главной характеристикой эффективности индукции фотохимической реакции под действием излучения в той или иной молекуле является квантовый выход данной фотохимической реакции. Обозначим этот показатель . По определению, будет равен:

Или, что то же самое:

Для определения величины наиболее удобно применять так называемый кинетический метод. Суть приема состоит в том, что тем или иным образом исследуется зависимость от дозы излучения либо количества исходных (неразрушенных) молекул, либо количество молекул продукта исследуемой фотохимической реакции. Этот метод применим при соблюдении следующих граничных условий:

  •  Рассматриваемая фотохимическая реакция является одноквантовой (одноударной), т.е. для полного превращения исходной молекулы в продукт реакции достаточно поглощения ею одного кванта действующего излучения.
  •  Продукты рассматриваемой реакции квантов действующего излучения не поглощают в области облучения.

Если оба эти условия соблюдены, то вид дозовой зависимости количества исходного соединения в образце будет описываться формулой:

где N – количество молекул неразрушенного вещества в образце, облученном в дозе Е, а - так называемое поперечное сечение фотолиза, которое есть произведение  на ( - поперечное сечение поглощения молекул фотолизируемого соединения, численно =3,810-21), N0 количество молекул вещества в исходном (необлученном) образце.

Поскольку объем образца во время облучения не меняется, уравнение (1) будет справедливо и для концентраций исследуемого соединения в нем. Полный вывод уравнения (1) содержится в первом издании данного практикума (Рощупкин Д.И., Потапенко А.Я., Клебанов Г.И. Практикум по биофизике. Часть I. Спектральные методы исследования и фотобиология. Под редакцией Ю.А. Владимирова. М.: 1975, с. 96-97).

 Если мы прологарифмируем обе части выражения (1), то получим следующий вид его представления:

Из уравнения (2) следует, что зависимость натурального логарифма отношения концентраций исследуемого вещества в образце после облучения в некоторой дозе Е (N) к его концентрации до начала облучения (N0) от дозы облучения Е носит линейный характер, причем коэффициентом пропорциональности служит величина поперечного сечения фотолиза. На практике тем или иным образом анализируется зависимость N=f(E), на основании полученных данных строится зависимость согласно уравнению (2), по этой зависимости определяется величина , а затем по ее величине рассчитывается , который равен:

При определении величины  кинетическим методом в оптически плотных объектах (при D>>0,1) оказывается заниженным. Это связано с тем, что при выводе уравнения (1) предполагается, что оптическая плотность объекта мала. Физически такое предположение означает, что у молекулы-хромофора вероятность поглощения кванта не зависит от ее расположения в объекте: молекулы, находящиеся в глубине объекта, столь же вероятно поглотят квант, как и молекулы, находящиеся вблизи его поверхности со стороны падения излучения. На самом деле, это условие невыполнимо, поскольку вглубь объекта всегда проникает только часть попадающего на его поверхность излучения, а другая часть поглощается вышерасположенными слоями. Это особенно значимо при исследовании биологических объектов, которые чаще всего по составу химически сложны и содержат сразу большое количество разных хромофоров. Для того, чтобы выправить ситуацию, в работе Mortovitz H.J. Absorbtion effects in volume irradiation of microorganisms. Science, 1950, 111, №2879, p. 229-230 было предложено при расчете доз облучения оптически плотных и плохо перемешиваемых объектов использовать не падающую на их поверхность интенсивность излучения J0, а некоторую усредненную величину J, которая рассчитывается путем умножения J0 на коэффициент k, зависящий от оптической плотности объекта:

Dоб в этой формуле – оптическая плотность объекта на длине волны облучения. Коэффициент k по имени автора принято называть коэффициентом Моровитца.


ПРАКТИЧЕСКАЯ ЧАСТЬ

 Цель настоящей работы состоит в практическом овладении методом количественного флуориметрического анализа и приемами количественной оценки величин квантовых выходом фотохимических реакций в биологически значимых молекулах на примере триптофана в свободном состоянии и в составе белка.

Приборы и принадлежности:

  1.  Флуориметр
  2.  Ультрафиолевый облучатель.
  3.  Кварцевая кювета для измерения интенсивности флуоресценции
  4.  Водный раствор триптофана
  5.  Водный раствор бычьего сывороточного альбумина

Устройство флуориметра. Флуориметр (схема прибора представлена на рис. 2) собран на базе спектрофотометра «Spectromom 201». Источником возбуждающего света является дейтериевая лампа (1), излучение которой с помощью зеркального конденсора (2) фокусируется на входную щель монохроматора (3). Монохроматический пучок света кварцевой линзой (5) фокусируется на кювете (6), находящейся в специальном держателе кюветного отделения. Флуоресценция образца с помощью зеркала направляется на светофильтр (7), не пропускающий кванты возбуждающего света. Затем прошедшее светофильтр излучение с помощью системы из зеркала и кварцевой поворотной призмы (8 и 10 соответственно) направляется на фотокатод фотодетектора (ФЭУ-39, 11). ФЭУ питается от высоковольтного стабилизированного источника постоянного напряжения (ВС-22, 12), а его сигнал регистрируется с помощью цифрового рН-метра ОР-211 (13), работающего в режиме милливольтметра. Источником питания дейтериевой лампы служит стабилизатор ЭПС-86.

Включение флуориметра.

  1.  Проверить, закрыта ли шторка кюветного отделения. Ручка закрывания шторки расположена перед блоком ФЭУ, на правой части кюветного отделения. Для закрывания шторки она поворачивается против часовой стрелки до упора.
  2.  Включить дейтериевую лампу. Для этого сначала перевести в положение «ВКЛ» выключатель «Накал» на блоке ЭПС-86, а через 2-3 минуты - выключатель «Высокое напряжение». При включении лампы в блоке зажигаются нагрузочные лампы накаливания.
  3.  Подать питание на ФЭУ: на источнике питания ВС-22 перевести в положение «ВКЛ» сначала тумблер «Сеть», а через 2-3 минуты – тумблер «Выход».
  4.  С помощью регулятора «STD1» на передней панели рН-метра добиться нулевых показаний, компенсировав регистрируемый темновой ток. Поскольку по схеме включения ФЭУ на землю подается «+» цепи, регистрируемый сигнал будет всегда иметь знак «-» перед цифрой.

Порядок проведения измерений флуоресценции

  1.  Установить кювету с исследуемым образцом в держатель кюветного отделения.
  2.  На барабане развертки спектра монохроматора установить длину волны 280 нм.
  3.  Закрыть крышку кюветного отделения, установить дополнительную тканевую светоизоляцию.
  4.  Открыть шторку фотодетектора. Рукоять для открывания шторки поворачивается по часовой стрелки до упора.
  5.  Дождаться стабилизации показаний на рН-метре и зафиксировать их.
  6.  Для повышения точности измерений измерить Jф изучаемого объекта еще 2 раза. Рассчитать среднее значение Jф по 3 измерениям.

Задание 1. Регистрация концентрационных зависимостей Jф для свободного триптофана и бычьего сывороточного альбумина (БСА) в водных растворах.

  1.  Приготовить 11 проб раствора триптофана в воде. Объем каждой пробы – 1 мл, интервал концентраций триптофана в пробах – от 0 до 0,1 мг/мл, шаг изменения концентрации – 0,01 мг/мл. Навеска рассчитывается на основании требуемого количества исходного маточного раствора. Концентрация триптофана в маточном растворе – 0,1 мг/мл. Разведения маточного раствора при приготовлении проб выполняются согласно таблице 1.

Приготовление образцов водного раствора триптофана для построения калибровочной концентрационной зависимости интенсивности его флуоресценции.

№» пробы

Конечная концентрация триптофана в образце, мг/мл

Объем вводимого маточного раствора, мл

Объем вводимой дистиллированной воды, мл

Общий объем образца, мл

1.

0

0

1,0

1,0

2.

0,01

0,1

0,9

1,0

3.

0,02

0,2

0,8

1,0

4.

0,03

0,3

0,7

1,0

5.

0,04

0,4

0,6

1,0

6.

0,05

0,5

0,5

1,0

7.

0,06

0,6

0,4

1,0

8.

0,07

0,7

0,3

1,0

9.

0,08

0,8

0,2

1,0

10.

0,09

0,9

0,1

1,0

11.

0,10

1,0

0

1,0

  1.  Аналогичным образом, используя маточный раствор с концентрацией 1 мг/мл, приготовить 11 проб водного раствора БСА. Интервал концентраций БСА в пробах – от 0 до 1,0 мг/мл, шаг изменения концентрации – 0,1 мг/мл.
  2.  Измерить интенсивности флуоресценции всех образцов. На основании полученных концентрационных зависимостей Jф определить концентрации триптофана и БСА, соответствующие конечной части линейного участка этих зависимостей.

Задание 2. Определение квантовых выходов фотолиза свободного триптофана в водном растворе и триптофановых остатков в составе молекулы бычьего сывороточного альбумина.

  1.  Используя данные, полученные при выполнении задания 1, приготовить по 4 мл растворов триптофана и БСА, соответствующих конечной части линейного участка зависимостей Jф=f(c). Измерить Jф этих образцов (объем раствора, помещаемый в кювету, должен составлять 1 мл).


  1.  
    Включить ультрафиолетовый облучатель (его схема приведена на рис. 3). Для включения сначала следует вставить вилку шнура питания этого устройства в сетевую розетку, затем нажать кнопку «Пуск» и удерживать ее в нажатом положении 10-15 секунд. В момент отпускания кнопки происходит зажигание лампы. Если лампа облучателя не зажглась, повторить нажатие на кнопку «Пуск».

Внимание! Используемая в облучателе ртутно-кварцевая лампа БУВ-30П является высокоинтенсивным источником ультрафиолетового излучения! При работе с данным источником следует защищать глаза и неприкрытые одеждой участки кожи от повреждения избыточным ультрафиолетовым излучением. Нельзя разворачивать ультрафиолетовый излучатель, направляя излучение лампы в сторону помещения практикума. Не рекомендуется пребывать в зоне действия излучения источника более, чем это требуется для работы с облучаемыми образцами.

  1.  Излучение лампы стабилизируется примерно за 10 минут с момента включения.
  2.  После стабилизации источника излучения налить подлежащие облучению растворы триптофана и БСА в пластиковые стаканчики для облучения. Напомним, что объем облучаемого раствора в каждом стаканчике должен составлять 4 мл.
  3.  Разместить стаканчики с облучаемыми растворами под лампой ультрафиолетового облучателя. Поскольку стенки стаканчиков непрозрачны для ультрафиолетового света, необходимо следить за тем, чтобы во время облучения лампа находилась точно над серединой открытой поверхности образца.
  4.  Измерить интенсивности флуоресценции водных растворов триптофана и БСА, облучавшихся в течение 10, 20, 30, 40, 50 и 60 минут. Для этого облучение в необходимый момент времени прерывается, образец извлекается из облучателя, тщательно перемешивается. 1 мл раствора помещается в кювету, и на флуориметре анализируется его Jф. Затем раствор из кюветы переливается обратно в стаканчик для облучения, он опять помещается под лампу облучателя, отсчет времени облучения продолжается. Для сокращения времени эксперимента удобно облучать одновременно растворы триптофана и БСА в 2-х стаканчиках, начав их облучение со сдвигом в 5 минут относительно друг друга. При таком приеме за время измерения Jф одного образца подходит время измерения этого показателя у другого.
  5.  Окончив облучение, выключить ультрафиолетовый облучатель. Для его выключения необходимо удалить вилку сетевого шнура из розетки. Внимание: При удалении вилки питания из сетевой розетки следует делать это, держась за корпус вилки, а не за сетевой шнур.
  6.  На основании полученных величин Jф облученных разное время (Jф(Е)) и необлученных (Jф(0)) растворов триптофана и БСА построить зависимости

  1.  Следует иметь в виду, что доза излучения в данном случае выражается в количестве квантов. Этот показатель рассчитывается на основании того, что суммарная интенсивность излучения примененного излучателя в ультрафиолетовой части спектра составляет 20 Дж/м2/с, причем 80% этого излучения составляют кванты с длиной волны 253,8 нм. Напомним, что общая экспозиционная доза излучения рассчитывается по формуле

где Е – доза облучения, J – его интенсивность (в данном случае размерность интенсивности должна быть квант/м2/с), Sосвещенная площадь объекта в м2, а t время облучения в секундах. При расчетах можно считать, что фотолиз триптофана и триптофанилов в белке вызывают только кванты с длиной волны 253,8 нм. Не забывайте ввести поправку Моровитца.

  1.  Из построенных зависимостей рассчитать величины для свободного триптофана в водном растворе и триптофановых остатков в составе молекул сывороточного альбумина быка (254 для свободного триптофана – 2870 лмоль-1см-1; 254 для БСА – 11000 лмоль-1см-1). Сопоставить полученные значения, объяснить причины различий.

По окончании работы все приборы, входящие в состав экспериментальной установки, выключаются. Использованные пробирки и другая посуду следует обязательно промыть. Особенно тщательно промывается кювета флуориметра, для мытья которой используется моющее средство. После удаления видимых загрязнений кювета тщательно, не менее 20 раз, прополаскивается водопроводной водой, а затем – не менее 5 раз дистиллированной.

Отчет и выводы

В отчете по работе должны содержаться:

  1.  Концентрационные зависимости интенсивности флуоресценции для триптофана в водном растворе и для водного раствора БСА с указанием на выбранные для облучения концентрации.
  2.  Построенные в полулогарифмических координатах (согласно уравнению (2)) дозовые зависимости интенсивности флуоресценции триптофана в водном растворе и водного раствора БСА.
  3.  Значения для свободного триптофана в водном растворе и триптофановых остатков в составе молекул сывороточного альбумина.

В выводах обсуждается следующее:

  1.  Каковы пределы концентраций триптофана и БСА в водных растворах, при которых зависимость Jф=f(c) сохраняет относительную линейность?
  2.  Каковы значения для свободного триптофана в водном растворе и триптофановых остатков в составе молекул сывороточного альбумина и почему эти значения различаются?


 

А также другие работы, которые могут Вас заинтересовать

34873. Класифікація населення україни.Рівень безробіття 24.5 KB
  Рівень безробіття 1. Рівень безробіття безробіття робоча сила. У звязку з тим що добровільне безробіття є і Д нормальним явищем то повна зайнятість припускає що економіка ніколи не V функціонує при 100 зайнятості робочої сили. Повна зайнятість це зайнятість яка складає менше 100 наявної робочої сили що припускає фрикційну та структурну форми безробіття.
34874. Сутність і показники інфляції 23 KB
  сутність і показники інфляції Інфляція це підвищення загального рівня цін. Дефляція зворотне явище тобто зниження загального рівня цін. В економічній літературі дискусійним є питання про те чи всяке підвищення цін є інфляційним. Більшість економістів вважають що будьяке підвищення цін означає інфляцію.
34875. Види інфляції 23.5 KB
  По причині виникнення :1) Інфляція попиту –виникає в результаті перевищення спроса попиту над пропозицією 2)Інфляція іздержок -виникає в результаті збільшення іздержок виробництва і зменшення пропозиції в результаті збільшення заробітної плати і збільшенням уін на ресурси (крива пропозиції буде відхилятися вліво).
34876. Сутність і функції грошей 24.5 KB
  Сутність і функції грошей Гроші це загальний еквівалент що виконує основні функції: міра ітості засіб обігу і засіб заощадження. Гроші як загальний еквівалент виникли ще в VII 111 і до нашої ери і виступали у вигляді товару що виражає вартість всіх і ч товарів що дозволяло легко порівнювати товари між собою. Цю функцію гроші виконують безпосередньо і виступають у якості посередника в товарному обігу. У 1690 року в Північній Америці з'явилися замінники золота у вигляді паперових грошей коли гроші вільно...
34877. Види і засоби, що замінюють гроші 23.5 KB
  Вексель – письмове зобов’язання боржника сплатити визначену суму грошей у визначений термін. Звичайний вексель має такі реквізити: 1 найменування; 2 визначену суму платежів; 3 зазначення терміну платежу; 4 найменування того кому має бути здійснено платіж; 5 місце дату складання векселю і підпис того хто його видав. Вексель може розпочати самостійний рух якщо він передається від одного власника держателя до іншого шляхом особливого передатного напису – індосаменту. Вексель можна передати банку отримавши із певною знижкою борг...
34878. Поняття кредит . Види кредиту 20.5 KB
  Позички торговим і промисловим підприємствам. Позички під застану нерухомості. Споживчі позички приватним особам що повертаються вроздріб. Позички під цінні папери даються для придбання акцій та інших цінних паперів.
34879. Функції центрального банку 21 KB
  функції центрального банку Центральний банк головний банк що регулює грошовий обії країни і визначає основи кредитної політики держави. Особливість функціонування центрального банку Сучасні центральні банки характеризуються двоїстістю положення: з однієї сторони їхня діяльність повинна бути погоджена з економічною політикою держави з іншого боку вони повинні мати самостійність у проведенні фінансовокредитної політики держави.